Abstract

 The functions of the SAGA and SWI/SNF complexes are interrelated and can form stable "epigenetic marks" on promoters in vivo. Here we show that stable promoter occupancy by SWI/SNF and SAGA in the absence of transcription activators requires the bromodomains of the Swi2/Snf2 and Gcn5 subunits, respectively, and nucleosome acetylation. This acetylation can be brought about by either the SAGA or NuA4 HAT complexes. The bromodomain in the Spt7 subunit of SAGA is dispensable for this activity but will anchor SAGA if it is swapped into Gcn5, indicating that specificity of bromodomain function is determined in part by the subunit it occupies. Thus, bromodomains within the catalytic subunits of SAGA and SWI/SNF anchor these complexes to acetylated promoter nucleosomes.

Epidemiological studies reveal that marijuana increases the risk of cardiovascular disease (CVD); however, little is known about the mechanism. Δ9-tetrahydrocannabinol (Δ9-THC), the psychoactive component of marijuana, binds to cannabinoid receptor 1 (CB1/CNR1) in the vasculature and is implicated in CVD. A UK Biobank analysis found that cannabis was an risk factor for CVD. We found that marijuana smoking activated inflammatory cytokines implicated in CVD. In silico virtual screening identified genistein, a soybean isoflavone, as a putative CB1 antagonist. Human-induced pluripotent stem cell-derived endothelial cells were used to model Δ9-THC-induced inflammation and oxidative stress via NF-κB signaling. Knockdown of the CB1 receptor with siRNA, CRISPR interference, and genistein attenuated the effects of Δ9-THC. In mice, genistein blocked Δ9-THC-induced endothelial dysfunction in wire myograph, reduced atherosclerotic plaque, and had minimal penetration of the central nervous system. Genistein is a CB1 antagonist that attenuates Δ9-THC-induced atherosclerosis.

HomeCirculationVol. 142, No. 18Atlas of Exosomal microRNAs Secreted From Human iPSC-Derived Cardiac Cell Types Free AccessLetterPDF/EPUBAboutView PDFView EPUBSections ToolsAdd to favoritesDownload citationsTrack citationsPermissions ShareShare onFacebookTwitterLinked InMendeleyRedditDiggEmail Jump toFree AccessLetterPDF/EPUBAtlas of Exosomal microRNAs Secreted From Human iPSC-Derived Cardiac Cell Types Mark Chandy, MD, PhD June-Wha Rhee, MD Mehmet O. Ozen, PhD Damon R. Williams, BS Lejla Pepic, Chun Liu, PhD Hao Zhang, MD Jessica Malisa, BA Edward Lau, PhD Utkan Demirci, PhD Joseph C. WuMD, PhD Mark ChandyMark Chandy Stanford Cardiovascular Institute (M.C., J-W.R., D.R.W., L.P., C.L., H.Z., J.M., E.L., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. *Drs Chandy, Rhee, and Ozen contributed equally to this manuscript. Search for more papers by this author , June-Wha RheeJune-Wha Rhee Stanford Cardiovascular Institute (M.C., J-W.R., D.R.W., L.P., C.L., H.Z., J.M., E.L., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Department of Medicine, Division of Cardiology (J-W.R., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. *Drs Chandy, Rhee, and Ozen contributed equally to this manuscript. Search for more papers by this author , Mehmet O. OzenMehmet O. Ozen Department of Radiology (M.O.O., U.D., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. *Drs Chandy, Rhee, and Ozen contributed equally to this manuscript. Search for more papers by this author , Damon R. WilliamsDamon R. Williams Stanford Cardiovascular Institute (M.C., J-W.R., D.R.W., L.P., C.L., H.Z., J.M., E.L., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Search for more papers by this author , Lejla PepicLejla Pepic Stanford Cardiovascular Institute (M.C., J-W.R., D.R.W., L.P., C.L., H.Z., J.M., E.L., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Search for more papers by this author , Chun LiuChun Liu Stanford Cardiovascular Institute (M.C., J-W.R., D.R.W., L.P., C.L., H.Z., J.M., E.L., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Search for more papers by this author , Hao ZhangHao Zhang Stanford Cardiovascular Institute (M.C., J-W.R., D.R.W., L.P., C.L., H.Z., J.M., E.L., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Search for more papers by this author , Jessica MalisaJessica Malisa Stanford Cardiovascular Institute (M.C., J-W.R., D.R.W., L.P., C.L., H.Z., J.M., E.L., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Search for more papers by this author , Edward LauEdward Lau Joseph C. Wu, MD, PhD, 265 Campus Dr G1120B, Stanford, CA 94305. Email E-mail Address: [email protected] https://orcid.org/0000-0001-9083-5922 Stanford Cardiovascular Institute (M.C., J-W.R., D.R.W., L.P., C.L., H.Z., J.M., E.L., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Search for more papers by this author , Utkan DemirciUtkan Demirci Utkan Demirci, PhD, 265 Campus Dr G1120B, Stanford, CA 94305. Email E-mail Address: [email protected] Department of Radiology (M.O.O., U.D., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Search for more papers by this author , Joseph C. WuJoseph C. Wu Edward Lau, PhD, 265 Campus Dr G1120B, Stanford, CA 94305. Email E-mail Address: [email protected] https://orcid.org/0000-0002-6068-8041 Stanford Cardiovascular Institute (M.C., J-W.R., D.R.W., L.P., C.L., H.Z., J.M., E.L., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Department of Medicine, Division of Cardiology (J-W.R., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Department of Radiology (M.O.O., U.D., J.C.W.), Stanford University School of Medicine, CA. Search for more papers by this author Originally published2 Nov 2020https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.120.048364Circulation. 2020;142:1794–1796Cardiac-derived exosomes have received intense interest for their roles in paracrine communications and regenerative therapies. However, current understanding of how exosomes mediate cellular signaling is incomplete, in part because the contents of exosomes from different cardiac cell types are poorly defined. To learn what signals cardiac cells release, we examined the microRNA (miRNA) compositions secreted in exosomes from human induced pluripotent stem cells (iPSCs) and 3 major iPSC-derived cardiac cell types.With approval by the Stanford University Institutional Review committee and informed consent, human iPSC lines from 2 healthy donors were reprogrammed in the Stanford Cardiovascular Institute Biorepository and differentiated into cardiomyocytes (iPSC-CMs), endothelial cells (iPSC-ECs), and cardiac fibroblasts (iPSC-CFs) using established protocols.1 Low yield has been a bottleneck in elucidating the composition and function of extracellular exosomes. To boost isolation yields, we applied a mechanical-sorting device (ExoTIC) that isolates exosomes from small volumes of culture medium.2,3 Briefly, the device is an engineered fluidic system that delivers culture medium through nanoporous membranes to selectively capture vesicles at 50 to 200 nm in diameter. We validated the extracted exosomes using nanoparticle tracking analysis and immunoblots, and confirmed superior yield over conventional precipitation methods (Figure A). We then isolated total RNA (≥18 nt) from exosomes of 2 biological replicate lines for library generation and small RNA sequencing on an Illumina NextSeq platform. Sequencing reads were mapped to GRCh38 human reference genome after adaptor clipping and annotated against miRBase v.22.1 coordinates using conventional pipelines.Download figureDownload PowerPointFigure. Distinct exosomal miRNAs secreted by iPSCs and differentiated cardiac cell types.A, Experimental schema. Human iPSC lines from 2 healthy donors were differentiated into iPSC-CMs, iPSC-ECs, and iPSC-CFs, from which 10 mL of culture medium per ≈1M cells were collected after 48 hours and processed for small RNA sequencing. An engineered device (ExoTIC) specifically captured extracellular vesicles 50 to 200 nm in diameter and improved RNA yield by ≥3-fold over conventional PEG precipitation. Line chart: distribution of particle sizes isolated from the culture medium of each cell type using nanoparticle tracking. Bar chart: RNA yield in ng/mL. B, Small RNA sequencing uncovered 120 miRNAs secreted from the cultured cells, including miRNAs enriched from specific cell types. Heat map represents quantile-normalized read counts of commonly secreted miRNAs or standardized counts of iPSC-CF–, iPSC-CM–, or iPSC-enriched mature miRNAs (≥10 counts for both biological replicates, ≥5-fold enrichment over other tested cell types for enriched miRNAs; n=2 biological × 2 technical replicates). Let-7 family precursors, known to be miRNA markers of differentiated (ie, nonpluripotent) cells, were depleted in iPSCs. C, We selected a subset of enriched, secreted, mature miRNAs and compared their total tissue expression in 17 different tissues in a published human miRNA atlas and graphed the abundance of miR-1, miR-155, and miR-203c in the body. Data on other miRNAs are accessible on our Web application (https://bit.ly/heartsecretome). D, upper, Coculture setup between iPSC-CMs and various numbers of iPSCs for 48 hours. Plating was validated using CM-specific (TNNT2) and iPSC-specific (TRA-1-60) antibodies in flow cytometry. Numbers: cell percentage in gated regions. Lower, Secretion of miR-302a and miR-302d in the culture medium scaled with decreasing numbers of plated iPSCs (from 50 000 down to 10) cocultured with iPSC-CMs over ≥2 orders of magnitude. y axis, relative abundance of miRNA compared to 5×105 iPSCs plated without iPSC-CMs. Secretion of miR-16 remained constant in these coculture samples. E, The ratiometric quantity between miR-16 and miR-302a or miR302d inversely reflects the ratio of iPSCs in iPSC-CMs coculture (Top, miR-16/miR-302a; bottom, miR-16/miR-302d). R2 indicates goodness-of-fit of linear model between log(abundance) vs log(iPSC counts). iPSC-CF indicates induced pluripotent stem cell-derved cardiac fibroblast; iPSC-CM, induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocyte; iPSC-EC, induced pluripotent stem cell-derived endothelial cell; miRNA, microRNA; n.s., no staining; and PEG, polyethylene glycol.From the data, we identified 120 miRNAs (mature or stem loop) from 94 miRNA genes to be secreted in the analyzed cell types (normalized read counts ≥10 in both lines). The exosomal miRNA profiles revealed that (1) let-7 miRNA precursors, which are suppressed by Lin28, are depleted in iPSC secretomes as expected; (2) only a subset of total cellular miRNAs are secreted (eg, both miR-155 and miR-143 are preferentially found in intracellular over exosomal pools in iPSCs); (3) a common core of miRNAs is secreted by all 3 cardiac cell types (eg, miR-320); and (4) importantly, we found distinct enrichment or depletion of different mature miRNAs in each exosome type (Figure B). For instance, we found that miR-1, critical for cardiac development and pathology, is only secreted by iPSC-CMs in our data. Using a published human miRNA atlas,4 we next compared total tissue expression of miR-1 in 17 different tissues, which showed miR-1 to be specific to striated muscles (Figure C). Similarly, miR-302c, known to be specific to pluripotent cells, is enriched in iPSC-derived vesicles5 and also appears to be enriched in the bone, likely reflecting bone marrow hematopoietic stem cells.4 Finally, miR-155 is primarily secreted in iPSC-CFs in our data and is diffusely expressed in the body in the miRNA atlas.4Taken together, these data suggest that exosomal miRNAs reflect the biology of their cell type of origin yet are also distinct from the intracellular total miRNA pools. Additionally, we also found several secreted cardiac miRNAs with still unclear roles in the cardiovascular system, including miR-423 and miR-125a, suggesting they may have function in intercellular communication. To facilitate data sharing, we created an interactive Web application that empowers users to perform exploratory analysis and download the relative abundance of all exosomal miRNAs discovered in our experiment, freely accessible at https://bit.ly/heartsecretome. Sequencing data are on GEO (GSE149290).To explore the utility of this secretome map, we asked whether the detected miRNAs scale quantitatively with cell counts, and, if so, whether they can be utilized to assess the compositions of heterogeneous cell mixtures. To test this, we cocultured decreasing numbers of undifferentiated iPSCs (102–105) in a mixture of iPSC-CMs (total 106 cells) over 48 hours. After verifying cell plating with flow cytometry, we found that the secretion of miR-302a and miR-302d into the culture medium decreased quantitatively and proportionally with diminishing numbers of plated iPSCs ≥2 orders of magnitude, with a detection limit between 10 to 100 cells (Figure D). Because the total cell counts in the cocultures were comparable, we showed that a non–iPSC-enriched miRNA (miR-16) remained invariant to iPSC proportions. We next derived a ratiometric quantity between a constitutively expressed miRNA versus iPSC-enriched miRNA (eg, miR-16/miR-302a or miR-302d) and showed that this unitless measurement scaled inversely to the proportion of iPSCs within the assessed dynamic range (Figure E). Hence, we propose that this exosomal miRNA ratio may provide a new, facile, and nondestructive readout of iPSC contaminant after differentiation, which would be useful for regenerative medicine, disease modeling, and drug screening.In summary, we present an atlas of exosomal miRNAs from human iPSCs and 3 differentiated cardiac cell types. We found distinct secretory profiles from each cell type, supporting the importance of direct analysis of isolated exosomes. This resource may avail understanding of exosome biology and presents a potential method to monitor the purity of cardiac cell preparations.AcknowledgmentsWe thank Dr Aleksandra Leligdowicz for analysis of flow cytometry data. We are also grateful for Dr Amanda Chase’s critical reading of the manuscript.Sources of FundingThis project was funded in part by Stanford Chemistry, Engineering and Medicine for Human Health (ChEM-H) Seed Grant (to M.C. and M.O.O.); Canary Center at Stanford for Cancer Early Detection Seed Grant and Department of Defense LC150650, W81XWH-16-1-0200 (to UD); American Heart Association 19CDA34680002 (to J-W.R) and 19CDA34760019 (to C.L.); NIH Research Supplements to Promote Diversity in Health-Related Research R01 HL113006 (to D.R.W) and R01 HL123968 (to J.M.); NIH F32 HL139045 and K99 HL144829 to K99/R00 HL144829; R01HL139664 (to U.D.); and R01 HL141371, R01 HL123968, R01 HL145676, and P01 HL141084 (to J.C.W.).DisclosuresDr Wu is a cofounder of Khloris Biosciences. Dr Demirci is a cofounder of DxNow Inc, Koek Biotech, Levitas, and Hillel. The work presented here is independent and managed in accordance with conflict of interest policies. The other authors report no conflicts.Footnotes*Drs Chandy, Rhee, and Ozen contributed equally to this manuscript.https://www.ahajournals.org/journal/circJoseph C. Wu, MD, PhD, 265 Campus Dr G1120B, Stanford, CA 94305. Email [email protected]eduUtkan Demirci, PhD, 265 Campus Dr G1120B, Stanford, CA 94305. Email [email protected]eduEdward Lau, PhD, 265 Campus Dr G1120B, Stanford, CA 94305. Email edward.[email protected]eduReferences1. Sharma A, Burridge PW, McKeithan WL, Serrano R, Shukla P, Sayed N, Churko JM, Kitani T, Wu H, Holmström A, et al.. High-throughput screening of tyrosine kinase inhibitor cardiotoxicity with human induced pluripotent stem cells.Sci Transl Med. 2017; 9:eaaf2584. doi: 10.1126/scitranslmed.aaf2584CrossrefMedlineGoogle Scholar2. Liu F, Vermesh O, Mani V, Ge TJ, Madsen SJ, Sabour A, Hsu EC, Gowrishankar G, Kanada M, Jokerst JV, et al.. The exosome total isolation Chip.ACS Nano. 2017; 11:10712–10723. doi: 10.1021/acsnano.7b04878CrossrefMedlineGoogle Scholar3. Yuan K, Shamskhou EA, Orcholski ME, Nathan A, Reddy S, Honda H, Mani V, Zeng Y, Ozen MO, Wang L, et al.. Loss of endothelium-derived Wnt5a is associated with reduced pericyte recruitment and small vessel loss in pulmonary arterial hypertension.Circulation. 2019; 139:1710–1724. doi: 10.1161/CIRCULATIONAHA.118.037642LinkGoogle Scholar4. Ludwig N, Leidinger P, Becker K, Backes C, Fehlmann T, Pallasch C, Rheinheimer S, Meder B, Stähler C, Meese E, et al.. Distribution of miRNA expression across human tissues.Nucleic Acids Res. 2016; 44:3865–3877. doi: 10.1093/nar/gkw116CrossrefMedlineGoogle Scholar5. Parr CJ, Katayama S, Miki K, Kuang Y, Yoshida Y, Morizane A, Takahashi J, Yamanaka S, Saito H. MicroRNA-302 switch to identify and eliminate undifferentiated human pluripotent stem cells.Sci Rep. 2016; 6:32532. doi: 10.1038/srep32532CrossrefMedlineGoogle Scholar Previous Back to top Next FiguresReferencesRelatedDetails November 3, 2020Vol 142, Issue 18Article InformationMetrics Download: 1,837 © 2020 American Heart Association, Inc.https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.120.048364PMID: 33136510 Originally publishedNovember 2, 2020 Keywordscardiomyocytesendothelial cellsfibroblastsexosomesinduced pluripotent stem cellsmicroRNAsecretomePDF download SubjectsDevelopmental BiologyBasic Science ResearchMyocardial BiologyProteomicsStem Cells

(Cell 185, 1676–1693.e1–e23; May 12, 2022) In Figure S5G of the originally published version of this article, the authors mistakenly included H&E sections from the pancreas rather than liver. Additionally, “NuPAGE” was incorrectly written as “Nu-AGE” in the key resources table under the subheading “Chemicals, peptides, and recombinant proteins.” The authors also mistakenly wrote “amantadine” instead of “anandamide” in the sentence that now reads “The endocannabinoid anandamide is made on-demand, unlike classical neurotransmitters (Di Marzo et al., 1994), and causes vasodilation, bradycardia, and hypotension (Movahed et al., 2005).” Figure S5G has now been replaced with the correct image, and all other errors have been corrected online. The authors apologize for any confusion that they may have caused.Figure S5Assessment of the effects of genistein on D9 -THC-induced effects in C57BL/6J mouse model, related to Figure 6 (original)View Large Image Figure ViewerDownload Hi-res image Download (PPT) Cannabinoid receptor 1 antagonist genistein attenuates marijuana-induced vascular inflammationWei et al.CellApril 29, 2022In BriefMarijuana use is on the rise and is associated with cardiovascular disease. Δ9-tetrahydrocannabinol (Δ9-THC), the psychedelic component of marijuana, causes vascular inflammation, oxidative stress, and atherosclerosis via cannabinoid receptor 1. Genistein, a soybean isoflavone, blocks harmful cardiovascular effects of Δ9-THC while preserving clinically useful effects such as sedation and analgesia. Full-Text PDF Open Archive

Abstract Non-compaction cardiomyopathy is a devastating genetic disease caused by insufficient consolidation of ventricular wall muscle that can result in inadequate cardiac performance. Despite being the third most common cardiomyopathy, the mechanisms underlying the disease, including the cell types involved, are poorly understood. We have previously shown that endothelial cell-specific deletion of the chromatin remodeler gene Ino80 results in defective coronary vessel development that leads to ventricular noncompaction in embryonic mouse hearts. Here, we used single-cell RNA-sequencing to characterize endothelial and endocardial defects in Ino80 -deficient hearts. We observed a pathological endocardial cell population in the non-compacted hearts, and identified multiple dysregulated angiocrine factors that dramatically affected cardiomyocyte behavior. We identified Col15A1 as a coronary vessel-secreted angiocrine factor, downregulated by Ino80 -deficiency, that functioned to promote cardiomyocyte proliferation. Furthermore, mutant endocardial and endothelial cells (ECs) upregulated expression of secreted factors, such as Tgfbi, Igfbp3, Isg15 , and Adm , which decreased cardiomyocyte proliferation and increased maturation. These findings support a model where coronary ECs normally promote myocardial compaction through secreted factors, but that endocardial and ECs can secrete factors that contribute to non-compaction under pathological conditions.

Abstract Background Phospholamban (PLN) is a key regulator of cardiac function connecting adrenergic signaling and calcium homeostasis. The R9C mutation of PLN is known to cause early onset dilated cardiomyopathy (DCM) and premature death, yet the detailed mechanisms underlie the pathologic remodeling process are not well defined in human cardiomyocytes. The aim of this study is to unravel the role of PLN R9C in DCM and identify potential therapeutic targets. Methods PLN R9C knock-in (KI) and patient-specific induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (iPSC-CMs) were generated and comprehensively examined for their expression profile, contractile function, and cellular signaling under both baseline conditions and following functional challenges. Results PLN R9C KI iPSC-CMs exhibited near-normal morphology and calcium handling, slightly increased contractility, and an attenuated response to β-adrenergic activation compared to wild-type (WT) cells. However, treatment with a maturation medium (MM) has induced fundamentally different remodeling in the two groups: while it improved the structural integrity and functional performance of WT cells, the same treatment result in sarcomere disarrangement, calcium handling deficiency, and further disrupted adrenergic signaling in PLN R9C KI cells. To understand the mechanism, transcriptomic analysis showed the enrichment of protein homeostasis signaling pathways specifically in PLN R9C KI cells in response to the MM treatment and increased contractile demands. Further studies also indicated elevated ROS levels, interrupted autophagic flux, and increased pentamer PLN aggregation in functionally challenged KI cells. These results were further confirmed in patient-specific iPSC-CM models, suggesting that functional stresses exacerbate the deficiencies in PLN R9C cells through disrupting protein homeostasis. Indeed, treating stressed patient cells with autophagy-accelerating reagents, such as metformin and rapamycin, has restored autophagic flux, mitigated sarcomere disarrangement, and partially rescued β-adrenergic signaling and cardiac function. Conclusions PLN R9C leads to a mild increase of calcium recycling and contractility. Functional challenges further enhanced contractile and proteostasis stress, leading to autophagic overload, structural remodeling, and functional deficiencies in PLN R9C cardiomyocytes. Activation of autophagy signaling partially rescues these effects, revealing a potential therapeutic target for DCM patients with the PLN R9C mutation. Graphic abstracts A graphic abstract is available for this article.

The common aldehyde dehydrogenase 2 (ALDH2) alcohol flushing variant known as ALDH2*2 affects ∼8% of the world's population. Even in heterozygous carriers, this missense variant leads to a severe loss of ALDH2 enzymatic activity and has been linked to an increased risk of coronary artery disease (CAD). Endothelial cell (EC) dysfunction plays a determining role in all stages of CAD pathogenesis, including early-onset CAD. However, the contribution of ALDH2*2 to EC dysfunction and its relation to CAD are not fully understood. In a large genome-wide association study (GWAS) from Biobank Japan, ALDH2*2 was found to be one of the strongest single-nucleotide polymorphisms associated with CAD. Clinical assessment of endothelial function showed that human participants carrying ALDH2*2 exhibited impaired vasodilation after light alcohol drinking. Using human induced pluripotent stem cell-derived ECs (iPSC-ECs) and CRISPR-Cas9-corrected ALDH2*2 iPSC-ECs, we modeled ALDH2*2-induced EC dysfunction in vitro, demonstrating an increase in oxidative stress and inflammatory markers and a decrease in nitric oxide (NO) production and tube formation capacity, which was further exacerbated by ethanol exposure. We subsequently found that sodium-glucose cotransporter 2 inhibitors (SGLT2i) such as empagliflozin mitigated ALDH2*2-associated EC dysfunction. Studies in ALDH2*2 knock-in mice further demonstrated that empagliflozin attenuated ALDH2*2-mediated vascular dysfunction in vivo. Mechanistically, empagliflozin inhibited Na+/H+-exchanger 1 (NHE-1) and activated AKT kinase and endothelial NO synthase (eNOS) pathways to ameliorate ALDH2*2-induced EC dysfunction. Together, our results suggest that ALDH2*2 induces EC dysfunction and that SGLT2i may potentially be used as a preventative measure against CAD for ALDH2*2 carriers.

Abstract Pericytes are essential for capillary stability and homeostasis, with impaired pericyte function linked to diseases like pulmonary arterial hypertension. Investigating pericyte biology has been challenging due to the lack of specific markers, making it difficult to distinguish pericytes from other stromal cells. Using bioinformatic analysis and RNAscope, we identified Higd1b as a unique gene marker for pericytes and subsequently generated a knock-in mouse line, Higd1b -CreERT2, that accurately labels pericytes in the lung and heart. Single-cell RNA sequencing revealed two distinct Higd1b + pericyte subtypes: while Type 1 pericytes support capillary homeostasis, Type 2 pericytes accumulate in arterioles, and co-express smooth muscle markers and higher levels of vimentin under hypoxic conditions. Lastly, healthy human lung pericytes with upregulation of vimentin exhibited increased adhesion, migration, and higher expression levels of the smooth muscle marker SM22 in vitro. These findings highlight the specialization of pulmonary pericytes and their contribution to vascular remodeling during hypoxia-induced pulmonary hypertension.