RNA interference (RNAi) was first recognized in Caenorhabditis elegans as a biological response to exogenous double-stranded RNA (dsRNA), which induces sequence-specific gene silencing. RNAi represents a conserved regulatory motif, which is present in a wide range of eukaryotic organisms. Recently, we and others have shown that endogenously encoded triggers of gene silencing act through elements of the RNAi machinery to regulate the expression of protein-coding genes. These small temporal RNAs (stRNAs) are transcribed as short hairpin precursors (∼70 nt), processed into active, 21-nt RNAs by Dicer, and recognize target mRNAs via base-pairing interactions. Here, we show that short hairpin RNAs (shRNAs) can be engineered to suppress the expression of desired genes in cultured Drosophila and mammalian cells. shRNAs can be synthesized exogenously or can be transcribed from RNA polymerase III promoters in vivo, thus permitting the construction of continuous cell lines or transgenic animals in which RNAi enforces stable and heritable gene silencing.

In a diverse group of organisms including plants, Caenorhabditis elegans , Drosophila , and trypanosomes, double-stranded RNA (dsRNA) is a potent trigger of gene silencing. In several model systems, this natural response has been developed into a powerful tool for the investigation of gene function. Use of RNA interference (RNAi) as a genetic tool has recently been extended to mammalian cells, being inducible by treatment with small, ≈22-nt RNAs that mimic those produced in the first step of the silencing process. Here, we show that some cultured murine cells specifically silence gene expression upon treatment with long dsRNAs (≈500 nt). This response shows hallmarks of conventional RNAi including silencing at the posttranscriptional level and the endogenous production of ≈22-nt small RNAs. Furthermore, enforced expression of long, hairpin dsRNAs induced stable gene silencing. The ability to create stable “knock-down” cell lines expands the utility of RNAi in mammalian cells by enabling examination of phenotypes that develop over long time periods and lays the groundwork for by using RNAi in phenotype-based, forward genetic selections.

The establishment of the primitive streak and its derivative germ layers, mesoderm and endoderm, are prerequisite steps in the formation of many tissues. To model these developmental stages in vitro, an ES cell line was established that expresses CD4 from the foxa2 locus in addition to GFP from the brachyury locus. A GFP-Bry(+) population expressing variable levels of CD4-Foxa2 developed upon differentiation of this ES cell line. Analysis of gene-expression patterns and developmental potential revealed that the CD4-Foxa2(hi)GFP-Bry(+) population displays characteristics of the anterior primitive streak, whereas the CD4-Foxa2(lo)GFP-Bry(+) cells resemble the posterior streak. Using this model, we were able to demonstrate that Wnt and TGF-beta/nodal/activin signaling simultaneously were required for the generation of the CD4-Foxa2(+)GFP-Bry(+) population. Wnt or low levels of activin-induced a posterior primitive streak population, whereas high levels of activin resulted in an anterior streak fate. Finally, sustained activin signaling was found to stimulate endoderm commitment from the CD4-Foxa2(+)GFP-Bry(+) ES cell population. These findings demonstrate that the early developmental events involved in germ-layer induction in the embryo are recapitulated in the ES cell model and uncover insights into the signaling pathways involved in the establishment of mesoderm and endoderm.

The 17–92 miRNA cluster promotes tumourigenesis although the identity of the specific miRNA responsible for this effect has been unclear. MiR-19 is sufficient to promote Notch induced T-cell associated leukaemia in vivo and a shRNA screen for genes that phenocopy miR-19 effects identifies PI3-K regulators as miR-19 target genes. MicroRNAs (miRNAs) have emerged as novel cancer genes. In particular, the miR-17–92 cluster, containing six individual miRNAs, is highly expressed in haematopoietic cancers and promotes lymphomagenesis in vivo. Clinical use of these findings hinges on isolating the oncogenic activity within the 17–92 cluster and defining its relevant target genes. Here we show that miR-19 is sufficient to promote leukaemogenesis in Notch1-induced T-cell acute lymphoblastic leukaemia (T-ALL) in vivo. In concord with the pathogenic importance of this interaction in T-ALL, we report a novel translocation that targets the 17–92 cluster and coincides with a second rearrangement that activates Notch1. To identify the miR-19 targets responsible for its oncogenic action, we conducted a large-scale short hairpin RNA screen for genes whose knockdown can phenocopy miR-19. Strikingly, the results of this screen were enriched for miR-19 target genes, and include Bim (Bcl2L11), AMP-activated kinase (Prkaa1) and the phosphatases Pten and PP2A (Ppp2r5e). Hence, an unbiased, functional genomics approach reveals a coordinate clampdown on several regulators of phosphatidylinositol-3-OH kinase-related survival signals by the leukaemogenic miR-19.

Factors that sustain self-renewal of mouse embryonic stem cells (ESCs) are well described. In contrast, the machinery regulating exit from pluripotency is ill defined. In a large-scale small interfering RNA (siRNA) screen, we found that knockdown of the tumor suppressors Folliculin (Flcn) and Tsc2 prevent ESC commitment. Tsc2 lies upstream of mammalian target of rapamycin (mTOR), whereas Flcn acts downstream and in parallel. Flcn with its interaction partners Fnip1 and Fnip2 drives differentiation by restricting nuclear localization and activity of the bHLH transcription factor Tfe3. Conversely, enforced nuclear Tfe3 enables ESCs to withstand differentiation conditions. Genome-wide location and functional analyses showed that Tfe3 directly integrates into the pluripotency circuitry through transcriptional regulation of Esrrb. These findings identify a cell-intrinsic rheostat for destabilizing ground-state pluripotency to allow lineage commitment. Congruently, stage-specific subcellular relocalization of Tfe3 suggests that Flcn-Fnip1/2 contributes to developmental progression of the pluripotent epiblast in vivo.

ABSTRACT Background CRISPR-Cas9-based technologies have revolutionized experimental manipulation of mammalian genomes. None-the-less, limitations of the delivery and efficacy of these technologies restrict their application in primary cells. Aims To create an optimized protocol for penetrant, reproducible, and fast targeted insertiondeletion mutation (indel) formation in cell cultures derived from primary cells, using patient-derived glioblastoma (GBM) stem-like cells (GSCs) and human neural stem/progenitor cells (NSCs) for proof-of-concept experiments. Methods We employed transient nucleofection of Cas9:sgRNA ribonucleoprotein complexes using chemically synthesized 2’-O-methyl 3’phosphorothioate-modified sgRNAs and purified Cas9 protein. Indel frequency and size distribution were measured via computational deconvolution of Sanger sequencing trace data. Western blotting was used to evaluate protein loss. RNA-seq in edited NSCs was used to assess gene expression changes resulting from knockout of tumor suppressors commonly altered in GBM. Results We found that with this optimized technique, we can routinely achieve >90% indel formation in only 3 days, without the need to create clonal lines for simple loss-of-function experiments. We observed near-total protein loss of target genes in cell pools. Additionally, we found that this approach allows for the creation of targeted genomic deletions. We also demonstrated the utility of this method for quickly creating a series of gene knockouts that allow for the study of oncogenic activities. Conclusion Our data suggest that this relatively simple method can be used for highly efficient and fast gene knockout, as well as for targeted genomic deletions, even in hyperdiploid cells (such as GSCs). This represents an extremely useful tool for the cancer research community when wishing to inactivate not only coding genes, but also non-coding RNAs, UTRs, enhancers, and promoters. This method can be readily applied to diverse cell types by varying the nucleofection conditions.

Abstract Glioblastomas (GBMs) are heterogeneous, treatment-resistant tumors that are driven by populations of cancer stem cells (CSCs). Despite their importance for tumor growth, few molecular mechanisms critical for CSC population maintenance have been exploited for therapeutic development. We developed a spatially resolved loss-of-function screen in GBM patient-derived organoids to identify essential epigenetic regulators in the SOX2-enriched, therapy resistant niche and identified WDR5 as indispensable for this population. WDR5 is a component of the WRAD complex, which promotes SET1-family-mediated Lys4 methylation of histone H3, associated with positive regulation of transcription. In GBM CSC models, WDR5 inhibitors blocked WRAD complex assembly and reduced H3K4 trimethylation and expression of genes involved in CSC-relevant oncogenic pathways. H3K4me3 peaks lost with WDR5 inhibitor treatment occurred disproportionally on POU transcription factor motifs, including the POU5F1(OCT4)::SOX2 motif. We incorporated a SOX2/OCT4 motif driven GFP reporter system into our CSC cell models and found that WDR5 inhibitor treatment diminished reporter activity. Further, WDR5 inhibitor treatment altered the stem cell state, disrupting CSC in vitro growth and self-renewal as well as in vivo tumor growth. These findings highlight the role of WDR5 and the WRAD complex in maintaining the CSC state and provide a rationale for therapeutic development of WDR5 inhibitors for GBM and other advanced cancers. Significance In this study, we perform an epigenetic-focused functional genomics screen in glioblastoma organoids and identify WDR5 as an essential epigenetic regulator in the SOX2-enriched, therapy resistant cancer stem cell niche. Graphical Abstract

Abstract Lysine 27-to-methionine (K27M) mutations in the H3.1 or H3.3 histone genes are characteristic of pediatric diffuse midline gliomas (DMGs). These oncohistone mutations dominantly inhibit histone H3K27 trimethylation and silencing, but it is unknown how oncohistone type affects gliomagenesis. We show that the genomic distributions of H3.1 and H3.3 oncohistones in human patient-derived DMG cells are consistent with the DNA replication-coupled deposition of histone H3.1 and the predominant replication-independent deposition of histone H3.3. Although H3K27 trimethylation is reduced for both oncohistone types, H3.3K27M-bearing cells retain some domains, and only H3.1K27M-bearing cells lack H3K27 trimethylation. Neither oncohistone interferes with PRC2 binding. Using Drosophila as a model, we demonstrate that inhibition of H3K27 trimethylation occurs only when H3K27M oncohistones are deposited into chromatin and only when expressed in cycling cells. We propose that oncohistones inhibit the H3K27 methyltransferase as chromatin patterns are being duplicated in proliferating cells, predisposing them to tumorigenesis.