Abstract Passion fruit ( Passiflora edulis ) is a perennial evergreen vine that grows mainly in tropical and subtropical regions due to its nutritional, medicinal and ornamental values. However, the molecular biology study of passion fruit is extremely hindered by the lack of an easy and efficient method for transformation. The protoplast transformation system plays a vital role in plant regeneration, gene function analysis and genome editing. Here, we present a new method (‘Cotyledon Peeling Method’) for simple and efficient passion fruit protoplast isolation using cotyledon as the source tissue. A high yield (2.3 × 10 7 protoplasts per gram of fresh tissues) and viability (76%) of protoplasts were obtained upon incubation in the enzyme solution [1% (w/v) cellulase R10, 0.25% (w/v) macerozyme R10, 0.4 M mannitol, 10 mM CaCl 2 , 20 mM KCl, 20 mM MES and 0.1% (w/v) BSA, pH 5.7] for 2 hours. In addition, we achieved high transfection efficiency of 83% via the polyethylene glycol (PEG)-mediated transformation with a green fluorescent protein (GFP)-tagged plasmid upon optimization. The crucial factors affecting transformation efficiency were optimized as follows: 3 μg of plasmid DNA, 5 min transfection time, PEG concentration at 40% and protoplast density of 100 × 10 4 cells/ml. Furthermore, the established protoplast system was successfully applied for subcellular localization analysis of multiple fluorescent organelle markers and protein-protein interaction study. Taken together, we report a simple and efficient passion fruit protoplast isolation and transformation system, and demonstrate its usage in transient gene expression for the first time in passion fruit. The protoplast system would provide essential support for various passion fruit biology studies, including genome editing, gene function analysis and whole plant regeneration.

Abstract For viruses in the family Potyviridae (potyvirids), three virus-encoded proteins (P3N-PIPO, CI and CP) and several host components are known to coordinately regulate viral cell-to-cell movement. Here, we found that HCPro2 encoded by areca palm necrotic ring spot virus is involved in the intercellular movement, which could be functionally complemented by its counterpart HCPro from a potyvirus. The affinity purification and mass spectrum analysis identified several viral factors (including CI and CP) and a variety of host proteins that physically associate with HCPro2. We demonstrated that HCPro2 interacts with either CI or CP in planta , and the three form plasmodesmata (PD)-localized interactive complex in viral infection. Further, we screened HCPro2-associating host proteins, and identified a common host protein RbCS that mediates the interactions of HCPro2-CI, HCPro2-CP and CI-CP among the complex. Knockdown of NbRbCS simultaneously impairs the interactions of HCPro2-CI, HCPro2-CP and CI-CP, and significantly attenuates the intercellular movement and systemic infection for ANRSV and other three tested potyvirids. This study highlights that a nucleus-encoded chloroplast-targeted protein is hijacked by potyvirids as the scaffold protein to mediate the assembly of viral intercellular movement complex to promote viral infection.

Potyviruses possess one positive-sense single-stranded RNA genome mainly with polyprotein processing as their gene expression strategy. The resulting polyproteins are proteolytically processed by three virus-encoded proteases into 11 or 12 mature proteins. One of such, 6-kDa peptide 1 (6K1), is an understudied viral factor. Its function in viral infection remains largely mysterious. This study is to reveal part of its roles by using pepper veinal mottle virus (PVMV) as a model virus. Alanine substitution screening analysis revealed that 15 out of 17 conserved residues across potyviral 6K1 sequences are essential for PVMV infection. However, 6K1 protein is less accumulated in virus-infected cells, even though P3-6K1 junction is efficiently processed by NIa-Pro for its release, indicating that 6K1 undergoes a self-degradation event. Mutating the cleavage site to prevent NIa-Pro processing abolishes viral infection, suggesting that the generation of 6K1 along with its degradation might be important for viral multiplication. We corroborated that cellular autophagy is engaged in 6K1’s degradation. Individual engineering of the 15 6K1 variants into PVMV was performed to allow for their expression along with viral infection. Five of such variants, D30A, V32A, K34A, L36A, and L39A, significantly interfere with viral infection. The five residues are enclosed in a conserved lysine/arginine-rich motif; four of them appear to be crucial in engaging autophagy-mediated self-degradation. Based on these data, we envisaged a scenario that potyviral 6K1s interact with an unknown anti-viral component to be co-degraded by autophagy to promote viral infection.