Abstract The RecA protein and RecBCD complex are key bacterial components for the maintenance and repair of DNA. RecBCD is a helicase-nuclease that uses homologous recombination to resolve double-stranded DNA breaks. It also facilitates coating of single-stranded DNA with RecA to form RecA filaments, a vital step in the double-stranded break DNA repair pathway. However, questions remain about the mechanistic roles of RecA and RecBCD in live cells. Here, we use millisecond super-resolved fluorescence microscopy to pinpoint the spatial localization of fluorescent reporters of RecA or RecB at physiological levels of expression in individual live Escherichia coli cells. By introducing the DNA crosslinker mitomycin C, we induce DNA damage and quantify the resulting steady state changes in stoichiometry, cellular protein copy number and molecular mobilities of RecA and RecB. We find that both proteins accumulate in molecular hotspots to effect repair, resulting in RecA stoichiometries equivalent to several hundred molecules that assemble largely in dimeric subunits before DNA damage, but form periodic subunits of approximately 3-4 molecules within mature filaments of several thousand molecules. Unexpectedly, we find that the physiologically predominant forms of RecB are not only rapidly diffusing monomers, but slowly diffusing dimers.

Abstract Super-resolution microscopy has catalyzed valuable insights into the sub-cellular, mechanistic details of many different biological processes across a wide range of cell types. Fluorescence polarization spectroscopy tools have also enabled important insights into cellular processes through identifying orientational changes of biological molecules typically at an ensemble level. Here, we combine these two biophysical methodologies in a single home-made instrument to enable the simultaneous detection of orthogonal fluorescence polarization signals from single fluorescent protein molecules used as common reporters on the localization of proteins in cellular processes. These enable measurement of spatial location to a super-resolved precision better than the diffraction-limited optical resolution, as well as estimation of molecular stoichiometry based on the brightness of individual fluorophores. In this innovation we have adapted a millisecond timescale microscope used for single-molecule detection to enable splitting of fluorescence polarization emissions into two separate imaging channels for s- and p-polarization signals, which are imaged onto separate halves of the same high sensitivity back-illuminated CMOS camera detector. We applied this fluorescence polarization super-resolved imaging modality to a range of test fluorescent samples relevant to the study of biological processes, including purified monomeric green fluorescent protein, single combed DNA molecules, and protein assemblies and complexes from live Escherichia coli and Saccharomyces cerevisiae cells. Our findings are qualitative but demonstrate promise in showing how fluorescence polarization and super-resolved localization microscopy can be combined on the same sample to enable simultaneous measurements of polarization and stoichiometry of tracked molecular complexes, as well as the translational diffusion coefficient.

DNA replication requires strategies to cope with nucleoprotein barriers that impair the efficient translocation of the replisome. Biochemical and genetic studies indicate accessory helicases play essential roles in continuity of replication in the presence of nucleoprotein barriers, but how they operate in the native cellular environment is unclear. With high-speed single-molecule microscopy we determine the dynamic patterns of localization of genomically-encoded fluorescent protein constructs of the bacterial accessory helicase Rep and core replisome protein DnaQ in live E. coli cells. We demonstrate that Rep colocalizes with 70% of replication forks. Colocalisation is dependent upon interaction with replicative helicase DnaB, with an underlying hexameric stoichiometry of Rep indicating maximal occupancy of the single DnaB hexamer within the replisome. We find that Rep associates dynamically with the replisome with an average dwell time of 6.5 ms dependent on ATP hydrolysis, indicating rapid binding then translocation away from the fork. We also imaged the PriC replication restart factor given the known Rep-PriC functional interaction and observe Rep-replisome association is also dependent on the presence of PriC. Our findings suggest two Rep-replisome populations in vivo: one involving Rep continually associating with DnaB then translocating away to aid nucleoprotein barrier removal ahead of the fork, another assisting PriC-dependent reloading of DnaB if replisome progression fails. These new findings reveal how a single type of helicase is recruited to the replisome to provide two independent ways of underpinning replication of protein-bound DNA, a problem that all organisms face as they replicate their genomes.

SUMMARY DNA replication in all organisms must overcome nucleoprotein blocks to complete genome duplication. Accessory replicative helicases in Escherichia coli , Rep and UvrD, help remove these blocks and aid the re-initiation of replication. Mechanistic details of Rep function have emerged from recent live cell studies; however, the division of UvrD functions between its activities in DNA repair and role as an accessory helicase remain unclear in live cells. By integrating super-resolved single-molecule fluorescence microscopy with biochemical analysis, we find that UvrD self-associates into tetrameric assemblies and, unlike Rep, is not recruited to a specific replisome protein despite being found at approximately 80% of replication forks. Instead, its colocation with forks is likely due to the very high frequency of replication blocks composed of DNA-bound proteins, including RNA polymerase and factors involved in repairing DNA damage. Deleting rep and DNA repair factor genes mutS and uvrA , and inhibiting transcription through RNA polymerase mutation and antibiotic inhibition, indicates that the level of UvrD at the fork is dependent on UvrD’s function. Our findings show that UvrD is recruited to sites of nucleoprotein blocks via different mechanisms to Rep and plays a multi-faceted role in ensuring successful DNA replication.

Membraneless droplets formed through liquid-liquid phase separation (LLPS) play a crucial role in mRNA storage, enabling organisms to swiftly respond to environmental changes. However, the mechanisms underlying mRNA integration and protection within droplets remain unclear. Here, we unravel the role of bacterial aggresomes as stress granules (SGs) in safeguarding mRNA during stress. We discovered that upon stress onset, mobile mRNA molecules selectively incorporate into individual proteinaceous SGs based on length-dependent enthalpic gain over entropic loss. As stress prolongs, SGs undergo compaction facilitated by stronger non-specific RNA-protein interactions, thereby promoting recruitment of shorter RNA chains. Remarkably, mRNA ribonucleases are repelled from bacterial SGs, due to the influence of protein surface charge. This exclusion mechanism ensures the integrity and preservation of mRNA within SGs during stress conditions, explaining how mRNA can be stored and protected from degradation. Following stress removal, SGs facilitate mRNA translation, thereby enhancing cell fitness in changing environments. These droplets maintain mRNA physiological activity during storage, making them an intriguing new candidate for mRNA therapeutics manufacturing.