Abstract Clinical use of antimicrobials faces great challenges from the emergence of multidrug resistant (MDR) pathogens. The overexpression of drug efflux pumps is one of the major contributors to MDR. It is considered as a promising approach to overcome MDR by reversing the function of drug efflux pumps. In the life-threatening fungal pathogen Candida albicans , the major facilitator superfamily (MFS) transporter Mdr1p can excrete many structurally unrelated antifungals, leading to multidrug resistance. Here we report a counterintuitive case of reversing multidrug resistance in C. albicans by using a natural product berberine to hijack the overexpressed Mdr1p for its own importation. Moreover, we illustrate that the imported berberine accumulates in mitochondria, and compromises the mitochondrial function by impairing mitochondrial membrane potential and mitochondrial Complex I. It results in the selective elimination of Mdr1p overexpressed C. albicans cells. Furthermore, we show that berberine treatment can prolong the mean survival time (MST) of mice with a blood-borne dissemination of Mdr1p overexpressed multidrug resistant candidiasis. This study provided a potential direction of novel anti-MDR drug discovery by screening for multidrug efflux pump converters.

Membraneless droplets formed through liquid-liquid phase separation (LLPS) play a crucial role in mRNA storage, enabling organisms to swiftly respond to environmental changes. However, the mechanisms underlying mRNA integration and protection within droplets remain unclear. Here, we unravel the role of bacterial aggresomes as stress granules (SGs) in safeguarding mRNA during stress. We discovered that upon stress onset, mobile mRNA molecules selectively incorporate into individual proteinaceous SGs based on length-dependent enthalpic gain over entropic loss. As stress prolongs, SGs undergo compaction facilitated by stronger non-specific RNA-protein interactions, thereby promoting recruitment of shorter RNA chains. Remarkably, mRNA ribonucleases are repelled from bacterial SGs, due to the influence of protein surface charge. This exclusion mechanism ensures the integrity and preservation of mRNA within SGs during stress conditions, explaining how mRNA can be stored and protected from degradation. Following stress removal, SGs facilitate mRNA translation, thereby enhancing cell fitness in changing environments. These droplets maintain mRNA physiological activity during storage, making them an intriguing new candidate for mRNA therapeutics manufacturing.

Abstract Biofilms are complex bacterial communities characterized by a high persister prevalence, which contributes to chronic and relapsing infections. Historically, biofilm persister formation has been linked to constraints imposed by their dense structures. However, we observed an elevated persister frequency accompanying the stage of cell adhesion, marking the onset of biofilm development. Subsequent mechanistic studies uncovered a distinctive type of toxin-antitoxin (TA) module triggered by cell adhesion, which is responsible for this elevation. In this module, the toxin HipH acts as a genotoxic deoxyribonuclease, inducing DNA double strand breaks and genome instability. While the second messenger c-di-GMP functions as the antitoxin, exerting control over HipH expression and activity. The dynamic interplay between c-di-GMP and HipH levels emerges as a crucial determinant governing genome stability and persister generation within biofilms. These findings unveil a unique TA system, where small molecules act as the antitoxin, outlining a biofilm-specific molecular mechanism influencing genome stability and antibiotic persistence, with potential implications for treating biofilm infections.

The ability of some bacteria within a population to tolerate antibiotic treatment is often attributed to prolonged bacterial infection. Unlike antibiotic resistance, which generally results from genetic mutations or plasmid transfer, antibiotic tolerance usually refers to the phenomenon that a subgroup of cells can survive high dose antibiotic treatment as a result of phenotypic heterogeneity. Previous studies mainly associate antibiotic tolerance with cell dormancy, by hypothesizing that the lethal effects of antibiotics are disabled due to the extremely slow metabolic and proliferation rates in dormant bacteria. However, less is known about how surviving bacteria subsequently escape from the dormant state and resuscitate, which is equally important for disease recurrence. Here we monitored the process of bacterial antibiotic tolerance and regrowth at the single-cell level, and found that each individual survival cell shows different dormancy depth, which in return regulates whether and when it can resume growth after removal of antibiotic. The persister cells are considered to be in shallow dormancy depth, while the viable but non-culturable cells (VBNC cells) are in deep dormancy depth. We further implemented time-lapse fluorescent imaging and biochemical analysis to establish that dynamic endogenous protein aggregation is an important indicator of bacterial dormancy depth. For cells to leave the dormant state and resuscitate, clearance of cellular protein aggregates and recovery of proteostasis are required. Through additional mutagenesis studies, we found the ability to recruit functional DnaK-ClpB machineries, which facilitate protein disaggregation in an ATP-dependent manner, determines the timeline (whether and when) for bacterial regrowth. Better understanding of the key factors regulating bacterial regrowth after surviving antibiotic attack could lead to new therapeutic strategies for combating bacterial antibiotic tolerance.

This study aimed to evaluate the measurement and prognostic ability of the SUV