The ability to slow or reverse biological ageing would have major implications for mitigating disease risk and maintaining vitality1. Although an increasing number of interventions show promise for rejuvenation2, their effectiveness on disparate cell types across the body and the molecular pathways susceptible to rejuvenation remain largely unexplored. Here we performed single-cell RNA sequencing on 20 organs to reveal cell-type-specific responses to young and aged blood in heterochronic parabiosis. Adipose mesenchymal stromal cells, haematopoietic stem cells and hepatocytes are among those cell types that are especially responsive. On the pathway level, young blood invokes new gene sets in addition to reversing established ageing patterns, with the global rescue of genes encoding electron transport chain subunits pinpointing a prominent role of mitochondrial function in parabiosis-mediated rejuvenation. We observed an almost universal loss of gene expression with age that is largely mimicked by parabiosis: aged blood reduces global gene expression, and young blood restores it in select cell types. Together, these data lay the groundwork for a systemic understanding of the interplay between blood-borne factors and cellular integrity.

The Tabula Muris Consortium We have created a compendium of single cell transcriptome data from the model organism Mus musculus comprising more than 100,000 cells from 20 organs and tissues. These data represent a new resource for cell biology, revealing gene expression in poorly characterized cell populations and allowing for direct and controlled comparison of gene expression in cell types shared between tissues, such as T-lymphocytes and endothelial cells from distinct anatomical locations. Two distinct technical approaches were used for most tissues: one approach, microfluidic droplet-based 3’-end counting, enabled the survey of thousands of cells at relatively low coverage, while the other, FACS-based full length transcript analysis, enabled characterization of cell types with high sensitivity and coverage. The cumulative data provide the foundation for an atlas of transcriptomic cell biology.

Human T cells are central to physiological immune homeostasis, which protects us from pathogens without collateral autoimmune inflammation. They are also the main effectors in most current cancer immunotherapy strategies 1 . Several decades of work have aimed to genetically reprogram T cells for therapeutic purposes 2–5 , but as human T cells are resistant to most standard methods of large DNA insertion these approaches have relied on recombinant viral vectors, which do not target transgenes to specific genomic sites 6, 7 . In addition, the need for viral vectors has slowed down research and clinical use as their manufacturing and testing is lengthy and expensive. Genome editing brought the promise of specific and efficient insertion of large transgenes into target cells through homology-directed repair (HDR), but to date in human T cells this still requires viral transduction 8, 9 . Here, we developed a non-viral, CRISPR-Cas9 genome targeting system that permits the rapid and efficient insertion of individual or multiplexed large (>1 kilobase) DNA sequences at specific sites in the genomes of primary human T cells while preserving cell viability and function. We successfully tested the potential therapeutic use of this approach in two settings. First, we corrected a pathogenic IL2RA mutation in primary T cells from multiple family members with monogenic autoimmune disease and demonstrated enhanced signalling function. Second, we replaced the endogenous T cell receptor ( TCR ) locus with a new TCR redirecting T cells to a cancer antigen. The resulting TCR-engineered T cells specifically recognized the tumour antigen, with concomitant cytokine release and tumour cell killing. Taken together, these studies provide preclinical evidence that non-viral genome targeting will enable rapid and flexible experimental manipulation and therapeutic engineering of primary human immune cells.

Abstract The Streptococcus pyogenes Cas9 (SpCas9) nuclease has become a ubiquitous genome editing tool due to its ability to target almost any location in DNA and create a double-stranded break 1,2 . After DNA cleavage, the break is fixed with endogenous DNA repair machinery, either by non-templated mechanisms (e.g. non-homologous end joining (NHEJ) or microhomology-mediated end joining (MMEJ)), or homology directed repair (HDR) using a complementary template sequence 3,4 . Previous work has shown that the distribution of repair outcomes within a cell population is non-random and dependent on the targeted sequence, and only recent efforts have begun to investigate this further 5–11 . However, no systematic work to date has been validated in primary human cells 5,7 . Here, we report DNA repair outcomes from 1,521 unique genomic locations edited with SpCas9 ribonucleoprotein complexes (RNPs) in primary human CD4+ T cells isolated from multiple healthy blood donors. We used targeted deep sequencing to measure the frequency distribution of repair outcomes for each guide RNA and discovered distinct features that drive individual repair outcomes after SpCas9 cleavage. Predictive features were combined into a new machine learning model, CRI SP R R epair OUT come (SPROUT), that predicts the length and probability of nucleotide insertions and deletions with R 2 greater than 0.5. Surprisingly, we also observed large insertions at more than 90% of targeted loci, albeit at a low frequency. The inserted sequences aligned to diverse regions in the genome, and are enriched for sequences that are physically proximal to the break site due to chromatin interactions. This suggests a new mechanism where sequences from three-dimensionally neighboring regions of the genome can be inserted during DNA repair after Cas9-induced DNA breaks. Together, these findings provide powerful new predictive tools for Cas9-dependent genome editing and reveal new outcomes that can result from genome editing in primary T cells.

Summary The spinal cord neural stem cell potential resides within the ependymal cells lining the central canal. These cells are, however, heterogeneous, and we know little about the biological diversity this represents. Here we use single-cell RNA-sequencing to profile adult mouse spinal cord ependymal cells. We uncover transcriptomes of known subtypes and a new mature ependymal cell state, that becomes more prominent with age. Comparison of ependymal cell transcriptomes from the brain and spinal cord revealed that ongoing cell maturation distinguishes spinal cord ependymal cells from their postmitotic brain counterparts. Using an ex vivo model of spinal cord injury, we show that ependymal cell maturation is reversible but also highly regulated. We revisit ependymal cell identities in adult human spinal cord and uncover evidence for their maturation and surprising ventralisation with age. This first in-depth characterisation of spinal cord ependymal cells paves the way to manipulation of distinct ependymal subtypes, provides insights into ependymal cell maturation dynamics and informs strategies for coaxing ependymal cell-driven spinal cord repair.

Abstract CRISPR-Cas9 systems have been effectively harnessed to engineer the genomes of organisms from across the tree of life. Nearly all currently characterized Cas9 proteins are derived from mesophilic bacteria, and canonical Cas9 systems are challenged by applications requiring enhanced stability or elevated temperatures. We discovered IgnaviCas9, a Cas9 protein from a hyperthermophilic Ignavibacterium identified through mini-metagenomic sequencing of samples from a hot spring. IgnaviCas9 is active at temperatures up to 100 °C in vitro , which enables DNA cleavage beyond the 44 °C limit of Streptococcus pyogenes Cas9 (SpyCas9) and the 70 °C limit of both Geobacillus stearothermophilus Cas9 (GeoCas9) and Geobacillus thermodenitrificans T12 Cas9 (ThermoCas9). As a potential application of this enzyme, we demonstrated that IgnaviCas9 can be used in bacterial RNA-seq library preparation to remove unwanted cDNA from 16s ribosomal rRNA (rRNA) without increasing the number of steps, thus underscoring the benefits provided by its exceptional thermostability in improving molecular biology and genomic workflows. Taken together, IgnaviCas9 is an exciting addition to the CRISPR-Cas9 toolbox and expands its temperature range.

Different manufacturing approaches have been used in the production of recombinant adeno-associated virus (rAAV). We sought to characterize differences in rAAV vectors when produced by the two leading manufacturing platforms; live baculovirus infection of Sf9 insect cells and transiently-transfected human HEK293 cells. We used multiple analytical approaches, including proteomic profiling by mass spectrometry, isoelectric focusing, cryo-EM, denaturation assays, next-generation sequencing of packaged genomes, human cytokine profiling in response to vector transduction, and comparative functional transduction assessments in vivo and in vitro . Our data support the following findings: 1) rAAV capsids have post-translational modifications (PTMs); 2) vector lot modifications included glycosylation, acetylation, phosphorylation, methylation and deamidation; 3) capsid PTMs differ when produced in either platform; 4) impurities were different in vectors when produced in either platform; 5) impurities can also have their own PTMs, including N-linked glycans; 6) capsid PTMs and impurities were seen across all rAAV serotypes, manufacturers, and purification types; 7) there was no difference in the packaged rAAV genome sequence in either platform; 8) baculovirus- Sf9 vector lots have insect and baculoviral impurities and can have poorer packaging percentages than human-produced vector; 9) rAAV capsids have no significant structural differences when produced in either platform; 10) when given at the same vector genome dose, human-produced rAAVs can be more potent than baculovirus- Sf9 vectors in vitro and in vivo ( P <0.05-0.0001); and lastly, 11) regardless of the manufacturing platform, functional rAAV transduction is sexually dimorphic in the liver when administered IV, but not in skeletal muscle when administered IM. Our results demonstrate that baculovirus- Sf9 and human manufacturing platforms can produce vector lots exhibiting chemical and functional differences. These findings were reproducible across numerous rAAV vendors, including commercial manufacturers, academic core facilities, and individual laboratories. These differences may have implications for receptor binding, trafficking, expression kinetics, stability, and immunogenicity.

How tissue shape and therefore function is encoded by the genome remains in many cases unresolved. The tubes of the salivary glands in the Drosophila embryo start from simple epithelial placodes, specified through the homeotic factors Scr/Hth/Exd. Previous work indicated that early morphogenetic changes are prepatterned by transcriptional changes, but an exhaustive transcriptional blueprint driving physical changes was lacking. We performed single-cell-RNAseq-analysis of FACS-isolated early placodal cells, making up less than 0.4% of cells within the embryo. Differential expression analysis in comparison to epidermal cells analysed in parallel generated a repertoire of genes highly upregulated within placodal cells prior to morphogenetic changes. Furthermore, clustering and pseudo-time analysis of single-cell-sequencing data identified dynamic expression changes along the morphogenetic timeline. Our dataset provides a comprehensive resource for future studies of a simple but highly conserved morphogenetic process of tube morphogenesis. Unexpectedly, we identified a subset of genes that, although initially expressed in the very early placode, then became selectively excluded from the placode but not the surrounding epidermis, including hth, grainyhead and tollo/toll-8. We show that maintaining tollo expression severely compromised the tube morphogenesis. tollo is likely switched off to not interfere with key Tolls/LRRs that are expressed and function in the placode.