Six DNA regions were evaluated as potential DNA barcodes for Fungi , the second largest kingdom of eukaryotic life, by a multinational, multilaboratory consortium. The region of the mitochondrial cytochrome c oxidase subunit 1 used as the animal barcode was excluded as a potential marker, because it is difficult to amplify in fungi, often includes large introns, and can be insufficiently variable. Three subunits from the nuclear ribosomal RNA cistron were compared together with regions of three representative protein-coding genes (largest subunit of RNA polymerase II, second largest subunit of RNA polymerase II, and minichromosome maintenance protein). Although the protein-coding gene regions often had a higher percent of correct identification compared with ribosomal markers, low PCR amplification and sequencing success eliminated them as candidates for a universal fungal barcode. Among the regions of the ribosomal cistron, the internal transcribed spacer (ITS) region has the highest probability of successful identification for the broadest range of fungi, with the most clearly defined barcode gap between inter- and intraspecific variation. The nuclear ribosomal large subunit, a popular phylogenetic marker in certain groups, had superior species resolution in some taxonomic groups, such as the early diverging lineages and the ascomycete yeasts, but was otherwise slightly inferior to the ITS. The nuclear ribosomal small subunit has poor species-level resolution in fungi. ITS will be formally proposed for adoption as the primary fungal barcode marker to the Consortium for the Barcode of Life, with the possibility that supplementary barcodes may be developed for particular narrowly circumscribed taxonomic groups.

P. Brandon Matheny*, Judd M. Curtisa, Valérie Hofstetterb, M. Catherine Aimec, Jean-Marc Moncalvod, Zai-Wei Ge, Zhu-Liang Yange, Jason C. Slotf, Joseph F. Ammiratig, Timothy J. Baronih, Neale L. Bougheri, Karen W. Hughesj, D. Jean Lodgek, Richard W. Kerriganl, Michelle T. Seidlm, Duur K. Aanenn, Matthew DeNitiso, Graciela M. Danielep, Dennis E. Desjardinq, Bradley R. Kroppr, Lorelei L. Norvells, Andrew Parkert, Else C. Vellingau, Rytas Vilgalysb & David S. Hibbettaa Biology Department, Clark University, 950 Main Street, Worcester, Massachusetts, 01610b Department of Biology, Box 90338, Duke University, Durham, North Carolina 27708c USDA-ARS, Systematic Botany and Mycology Laboratory, Room 304, Building 011A, 10300 Baltimore Avenue, Beltsville, Maryland 20705-2350d Centre for Biodiversity and Conservation Biology, Royal Ontario Museum and Department of Botany, University of Toronto, Toronto, Ontario, M5S 2C6 Canadae Kunming Institute of Botany, Chinese Academy of Sciences, Kunming 650204, P.R. Chinaf Biology Department, Clark University, 950 Main Street, Worcester, Massachusetts, 01609g University of Washington, Biology Department, Box 355325, Seattle, Washington 98195h Department of Biological Sciences, SUNY Cortland, Box 2000, Cortland, New York 13045-0900i Department of Environment and Conservation, Locked Bag 104, Bentley Delivery Centre, WA 6983, Australiaj Botany Department, 437 Hesler Biology Building, University of Tennessee, Knoxville, Tennessee 37996-1100k International Institute of Tropical Forestry, USDA Forest Service – FPL, PO Box 1377 Luqillo, PR 00773-1377l Sylvan Research, 198 Nolte Drive, Kittanning, Pennsylvania 16201m Environmental Microbiology Laboratory Inc., 1400 12th Avenue SE, Bellevue, Washington 98004n Laboratory of Genetics, Arboretumlaan 4, 6703 BD, Wageningen, The Netherlandso 127 Harrington Way, Worcester, Massachusetts 01604p Instituto Multidisciplinario de Biología Vegetal, CONICET-Universidad Nacional de Córdoba, Casilla de Correo 495, 5000 Córdoba, Argentinaq Department of Biology, San Francisco State University, San Francisco, California 94132r Department of Biology, Utah State University, Logan, Utah 84322s Pacific Northwest Mycology Service, 6720 NW Skyline Boulevard, Portland, Oregon 97229-1309t 127 Raven Way, Metaline Falls, Washington 99153-9720u Department of Plant and Microbial Biology, 111 Koshland Hall, University of California, Berkeley, California 94720-3102

A phylogeny of the fungal phylum Basidiomycota is presented based on a survey of 160 taxa and five nuclear genes. Two genes, rpb2, and tef1, are presented in detail. The rpb2 gene is more variable than tef1 and recovers well-supported clades at shallow and deep taxonomic levels. The tef1 gene recovers some deep and ordinal-level relationships but with greater branch support from nucleotides compared to amino acids. Intron placement is dynamic in tef1, often lineage-specific, and diagnostic for many clades. Introns are fewer in rpb2 and tend to be highly conserved by position. When both protein-coding loci are combined with sequences of nuclear ribosomal RNA genes, 18 inclusive clades of Basidiomycota are strongly supported by Bayesian posterior probabilities and 16 by parsimony bootstrapping. These numbers are greater than produced by single genes and combined ribosomal RNA gene regions. Combination of nrDNA with amino acid sequences, or exons with third codon positions removed, produces strong measures of support, particularly for deep internodes of Basidiomycota, which have been difficult to resolve with confidence using nrDNA data alone. This study produces strong boostrap support and significant posterior probabilities for the first time for the following monophyletic groups: (1) Ustilaginomycetes plus Hymenomycetes, (2) an inclusive cluster of hymenochaetoid, corticioid, polyporoid, Thelephorales, russuloid, athelioid, Boletales, and euagarics clades, (3) Thelephorales plus the polyporoid clade, (4) the polyporoid clade, and (5) the cantharelloid clade. Strong support is also recovered for the basal position of the Dacrymycetales in the Hymenomycetidae and paraphyly of the Exobasidiomycetidae.

DNA phylogenetic comparisons have shown that morphology-based species recognition often underestimates fungal diversity. Therefore, the need for accurate DNA sequence data, tied to both correct taxonomic names and clearly annotated specimen data, has never been greater. Furthermore, the growing number of molecular ecology and microbiome projects using high-throughput sequencing require fast and effective methods for en masse species assignments. In this article, we focus on selecting and re-annotating a set of marker reference sequences that represent each currently accepted order of Fungi. The particular focus is on sequences from the internal transcribed spacer region in the nuclear ribosomal cistron, derived from type specimens and/or ex-type cultures. Re-annotated and verified sequences were deposited in a curated public database at the National Center for Biotechnology Information (NCBI), namely the RefSeq Targeted Loci (RTL) database, and will be visible during routine sequence similarity searches with NR_prefixed accession numbers. A set of standards and protocols is proposed to improve the data quality of new sequences, and we suggest how type and other reference sequences can be used to improve identification of Fungi. Database URL:http://www.ncbi.nlm.nih.gov/bioproject/PRJNA177353

An overview of the phylogeny of the Agaricales is presented based on a multilocus analysis of a six-gene region supermatrix. Bayesian analyses of 5611 nucleotide characters of rpb1, rpb1-intron 2, rpb2 and 18S, 25S, and 5.8S ribosomal RNA genes recovered six major clades, which are recognized informally and labeled the Agaricoid, Tricholomatoid, Marasmioid, Pluteoid, Hygrophoroid and Plicaturopsidoid clades. Each clade is discussed in terms of key morphological and ecological traits. At least 11 origins of the ectomycorrhizal habit appear to have evolved in the Agaricales, with possibly as many as nine origins in the Agaricoid plus Tricholomatoid clade alone. A family-based phylogenetic classification is sketched for the Agaricales, in which 30 families, four unplaced tribes and two informally named clades are recognized.

Abstract Mushroom-forming fungi (Agaricomycetes) have the greatest morphological diversity and complexity of any group of fungi. They have radiated into most niches and fulfil diverse roles in the ecosystem, including wood decomposers, pathogens or mycorrhizal mutualists. Despite the importance of mushroom-forming fungi, large-scale patterns of their evolutionary history are poorly known, in part due to the lack of a comprehensive and dated molecular phylogeny. Here, using multigene and genome-based data, we assemble a 5,284-species phylogenetic tree and infer ages and broad patterns of speciation/extinction and morphological innovation in mushroom-forming fungi. Agaricomycetes started a rapid class-wide radiation in the Jurassic, coinciding with the spread of (sub)tropical coniferous forests and a warming climate. A possible mass extinction, several clade-specific adaptive radiations and morphological diversification of fruiting bodies followed during the Cretaceous and the Paleogene, convergently giving rise to the classic toadstool morphology, with a cap, stalk and gills (pileate-stipitate morphology). This morphology is associated with increased rates of lineage diversification, suggesting it represents a key innovation in the evolution of mushroom-forming fungi. The increase in mushroom diversity started during the Mesozoic-Cenozoic radiation event, an era of humid climate when terrestrial communities dominated by gymnosperms and reptiles were also expanding.

Alzheimers disease leads to progressive neurodegeneration and dementia. Alzheimers disease primarily affects older adults with neuropathological changes including amyloid beta deposition, neuroinflammation, and neurodegeneration. We have previously demonstrated that systemic treatment with combined stem cell factor, SCF, and granulocyte colony stimulating factor, GCSF, reduces amyloid beta load, increases amyloid beta uptake by activated microglia and macrophages, reduces neuroinflammation, and restores dendrites and synapses in the brains of aged APP-PS1 mice. However, the mechanisms underlying SCF-GCSF-enhanced brain repair in aged APP-PS1 mice remain unclear. This study used a transcriptomic approach to identify potential mechanisms by which SCF-GCSF treatment modulates microglia and peripheral myeloid cells to mitigate Alzheimers disease pathology in the aged brain. After injections of SCF-GCSF for 5 consecutive days, single cell RNA sequencing was performed on CD11b positive cells isolated from the brains of 28-month-old APP-PS1 mice. The vast majority of cell clusters aligned with transcriptional profiles of microglia in various activation states. However, SCF-GCSF treatment dramatically increased a cell population showing upregulation of marker genes related to peripheral myeloid cells. Flow cytometry data also revealed an SCF-GCSF-induced increase of cerebral CD45high-CD11b positive active phagocytes. SCF-GCSF treatment robustly increased the transcription of genes implicated in immune cell activation, including gene sets that regulate inflammatory processes and cell migration. Expression of S100a8 and S100a9 were robustly enhanced following SCF-GCSF treatment in all CD11b positive cell clusters. Moreover, the topmost genes differentially expressed with SCF-GCSF treatment were largely upregulated in S100a8-S100a9 positive cells, suggesting a well-conserved transcriptional profile related to SCF-GCSF treatment in resident and peripherally derived CD11b positive immune cells. This S100a8-S100a9-associated transcriptional profile contained notable genes related to proinflammatory and antiinflammatory responses, neuroprotection, and amyloid beta plaque inhibition or clearance. Altogether, this study reveals immunomodulatory effects of SCF-GCSF treatment in the aged brain with Alzheimers disease pathology, which will guide future studies to further uncover the therapeutic mechanisms.