Abstract Leaf plastids harbor a plethora of biochemical reactions including photosynthesis, one of the most important metabolic pathways on earth. Scientists are eager to unveil the physiological processes within the organelle but also their interconnection with the rest of the plant cell. An increasingly important feature of this venture is to use experimental data in the design of metabolic models. A remaining obstacle has been the limited in situ volume information of plastids and other cell organelles. To fill this gap for chloroplasts, we established three microscopy protocols delivering in situ volumes based on: 1) chlorophyll fluorescence emerging from the thylakoid membrane, 2) a CFP marker embedded in the envelope, and 3) calculations from serial block-face scanning electron microscopy (SBFSEM). The obtained data were corroborated by comparing wild-type data with two mutant lines affected in the plastid division machinery known to produce small and large mesophyll chloroplasts, respectively. Furthermore, we also determined the volume of the much smaller guard cell plastids. Interestingly, their volume is not governed by the same components of the division machinery which defines mesophyll plastid size. Based on our three approaches the average volume of a mature Col-0 wild-type mesophyll chloroplasts is 93 µm 3 . Wild-type guard cell plastids are approximately 18 µm 3 . Lastly, our comparative analysis shows that the chlorophyll fluorescence analysis can accurately determine chloroplast volumes, providing an important tool to research groups without access to transgenic marker lines expressing genetically encoded fluorescence proteins or costly SBFSEM equipment. Significance statement -sentence summary This work describes and compares three different strategies to obtain accurate volumes of leaf plastids from Arabidopsis, the most widely used model plant. We hope our contribution will support quantitative metabolic flux modeling and spark other projects aimed at a more metric-driven plant cell biology.

Abstract Plants need to adapt to different stresses to optimize growth under unfavorable conditions. The abundance of the chloroplast envelope located Fatty Acid Export Protein1 (FAX1) decreases after the onset of low temperatures. However, it was unclear how FAX1 degradation occurs and whether altered FAX1 abundance contributes to cold tolerance in plants. The rapid cold-induced increase in rhomboid-like protease11 (RBL11) transcript, the physical interaction of RBL11 with FAX1, the specific FAX1 degradation after RBL11 expression, and the absence of cold-induced FAX1 degradation in rbl11 loss-of-function mutants suggest that this enzyme is responsible for FAX1 degradation. Proteomic analyses showed that rbl11 mutants have higher levels of FAX1 and other proteins involved in membrane lipid homeostasis, suggesting that RBL11 is a key element in the remodeling of membrane properties during cold. Consequently, in the cold, rbl11 mutants show a shift in lipid biosynthesis towards the eukaryotic pathway, which coincides with impaired cold tolerance. To demonstrate that cold sensitivity is due to increased FAX1 levels, FAX1 overexpressors were analyzed. rbl11 and FAX1 overexpressor mutants show superimposable phenotypic defects upon exposure to cold temperatures. Our results show that the cold-induced degradation of FAX1 by RBL11 is critical for Arabidopsis to survive cold and freezing periods. One sentence summary Degradation of the inner envelope protein Fatty Acid Export1 via Rhomboid Like Protease11 represents a critical process to achieve cold and frost tolerance in Arabidopsis

Background Over the last years, several plant science labs have started to employ fluctuating growth light conditions to simulate natural light regimes more closely. Many plant mutants reveal quantifiable effects under fluctuating light despite being indistinguishable from wild-type plants under standard constant light. Moreover, many subtle plant phenotypes become intensified and thus can be studied in more detail. This observation has caused a paradigm shift within the photosynthesis research community and an increasing number of scientists are interested in using fluctuating light growth conditions. However, high installation costs for commercial controllable LED setups as well as costly phenotyping equipment can make it hard for small academic groups to compete in this emerging field.Results We show a simple do-it-yourself approach to enable fluctuating light growth experiments. Our results using previously published fluctuating light sensitive mutants, stn7 and pgr5 , confirm that our low-cost setup yields similar results as top-prized commercial growth regimes. Moreover, we show how we increased the throughput of our Walz IMAGING-PAM, also found in many other departments around the world. We have designed a Python and R-based open source toolkit that allows for semi-automated sample segmentation and data analysis thereby reducing the processing bottleneck of large experimental datasets. We provide detailed instructions on how to build and functionally test each setup.Conclusions With material costs well below USD$1000, it is possible to setup a fluctuating light rack including a constant light control shelf for comparison. This allows more scientists to perform experiments closer to natural light conditions and contribute to an emerging research field. A small addition to the IMAGING-PAM hardware not only increases sample throughput but also enables larger-scale plant phenotyping with automated data analysis.

Plants experience hyperosmotic stress when faced with saline soils and possibly drought stress, but it is currently unclear how plants perceive this stress in an environment of dynamic water availabilities. Hyperosmotic stress induces a rapid rise in intracellular Ca2+ concentrations ([Ca2+]i) in plants, and this Ca2+ response may reflect the activities of osmo-sensory components. Here, we find in the reference plant Arabidopsis thaliana that the rapid hyperosmotic-induced Ca2+ response exhibited enhanced response magnitudes after pre-exposure to an intermediate hyperosmotic stress. We term this phenomenon "osmo-sensory potentiation". The initial sensing and potentiation occurred in intact plants as well as in roots. Having established a quantitative understanding of WT responses, we investigated effects of pharmacological inhibitors and candidate channel/transporter mutants. Quintuple MSL channel mutants as well as double MCA channel mutants did not affect the response. However interestingly, double mutations in the plastid KEA transporters, kea1kea2, and a single mutation that does not visibly affect chloroplast structure, kea3, impaired the rapid hyperosmotic-induced Ca2+ responses. These mutations did not significantly affect sensory potentiation of the response. These findings suggest that plastids may play an important role in the early steps mediating the response to hyperosmotic stimuli. Together, these findings demonstrate that the plant osmo-sensory components necessary to generate rapid osmotic-induced Ca2+ responses remains responsive under varying osmolarities, endowing plants with the ability to perceive the dynamic intensities of water limitation imposed by osmotic stress.

Abstract The ever increasing breadth of biological knowledge has led to recent efforts to combine information from various fields into cell– or tissue atlases. Anatomical features are the structural basis for such efforts, but unfortunately large scale analysis of subcellular anatomical traits is currently a missing feature. Similarly, small phenotypic alterations of organelle– or cell-specific anatomical traits, such as an increase of the total volume or the number of mitochondria in response to certain stimuli, are currently hard to quantify. To provide tools to extract quantitative information from available 3D microscopic datasets generated with methods such as serial block face scanning electron microscopy we a) developed much improved fixation and embedding protocols for plants to drastically reduce processing artifacts and b) generated an easy-to-use AI tool for quantitative analysis and visualization of large-scale data sets. We make this tool available as open source.

Abstract Plastids are the site of complex biochemical pathways, most prominently photosynthesis. The organelle evolved through endosymbiosis with a cyanobacterium, which is exemplified by the outer envelope (OE) membrane that harbors more than 40 proteins in Arabidopsis. Their evolutionary conservation indicates high significance for plant cell function. While a few proteins are well-studied as part of the protein translocon complex the majority of OE protein (OEP) functions is unclear. Gaining a deeper functional understanding has been complicated by the lack of observable loss-of-function mutant phenotypes, which is often rooted in functional genetic redundancy. Therefore, we designed OE-specific artificial micro RNAs (oemiRs) capable of downregulating transcripts from several loci simultaneously. We successfully tested oemiR function by performing a proof-of-concept screen for pale and cold-sensitive mutants. An in-depth analysis of pale mutant alleles deficient in the translocon component TOC75 using proteomics provided new insights into putative compensatory import pathways. The cold stress screen not only recapitulated three previously known phenotypes of cold-sensitive mutants, but also identified four mutants of additional oemiR OE loci. Altogether our study revealed a role of the OE to tolerate cold conditions and showcasts the power of the oemiR collection to research the significance of OEPs.