Mammalian cells are capable of delivering multiple types of membrane capsules extracellularly. The limiting membrane of late endosomes can fuse with the plasma membrane, leading to the extracellular release of multivesicular bodies (MVBs), initially contained within the endosomes, as exosomes. Budding viruses exploit the TSG101 protein and endosomal sorting complex required for transport (ESCRT) machinery used for MVB formation to mediate the egress of viral particles from host cells. Here we report the discovery of a virus-independent cellular process that generates microvesicles that are distinct from exosomes and which, like budding viruses, are produced by direct plasma membrane budding. Such budding is driven by a specific interaction of TSG101 with a tetrapeptide PSAP motif of an accessory protein, arrestin domain-containing protein 1 (ARRDC1), which we show is localized to the plasma membrane through its arrestin domain. This interaction results in relocation of TSG101 from endosomes to the plasma membrane and mediates the release of microvesicles that contain TSG101, ARRDC1, and other cellular proteins. Unlike exosomes, which are derived from MVBs, ARRDC1-mediated microvesicles (ARMMs) lack known late endosomal markers. ARMMs formation requires VPS4 ATPase and is enhanced by the E3 ligase WWP2, which interacts with and ubiquitinates ARRDC1. ARRDC1 protein discharged into ARMMs was observed in co-cultured cells, suggesting a role for ARMMs in intercellular communication. Our findings reveal an intrinsic cellular mechanism that results in direct budding of microvesicles from the plasma membrane, providing a formal paradigm for the evolutionary recruitment of ESCRT proteins in the release of budding viruses.

The human de novo iron-sulfur (Fe-S) assembly complex consists of the cysteine desulfurase NFS1, accessory protein ISD11, scaffold protein ISCU, and allosteric activator frataxin (FXN). FXN has been shown to bind the NFS1-ISD11-ISCU complex (SDU), to activate the desulfurase activity and thus Fe-S cluster biosynthesis. Conversely, in the absence of FXN, the NFS1-ISD11 (SD) complex was reported to be inhibited by the binding of recombinant ISCU. Here, we show that recombinant ISCU binds zinc(II) ion, and that the presence of zinc in as-isolated ISCU has impacts on the SDU desulfurase activity as measured by sulfide production. Indeed, the removal of this zinc(II) ion from ISCU causes a moderate but significant increase in activity compared to SD alone, and FXN can activate both zinc-depleted and zinc-bound forms of ISCU complexed to SD. Recent yeast studies have reported a substitution on the yeast ISCU orthologue Isu, at position Met141 (Met140 in human numbering of precursor protein) to Ile, Leu, Val, or Cys that could bypass the requirement of FXN for Fe-S cluster assembly and cell viability. Using recombinant human proteins, we report no significant differences in the biochemical and biophysical properties observed between wild-type and variants M140I, M140L, and M140V of ISCU. Importantly, in the absence of FXN, ISCU variants behaved like wild-type and did not stimulate the desulfurase activity of the SD complex. This study therefore identifies an important regulatory role for ISCU-bound zinc in modulation of the human Fe-S assembly system in vitro but no 'FXN bypass' effect on mutations at position Met140 in human ISCU.

Iron-sulfur clusters (ISC) are essential in all life forms and carry out many crucial cellular functions. The core machinery for de novo ISC biosynthesis, located in the mitochondria matrix, is a five-protein complex containing the cysteine desulfurase NFS1 that is activated by frataxin (FXN), scaffold protein ISCU, accessory protein ISD11, and acyl-carrier protein ACP. Deficiency in FXN leads to the loss-of-function neurodegenerative disorder Friedreich's ataxia (FRDA). Recently crystal structures depicting the inactive 3- and 4-way sub-complexes of the ISC biosynthesis machinery, lacking the key activator FXN, have been determined. Here, the 3.2 Å resolution cryo-electron microscopy structure of the FXN-bound active human complex, containing two copies of the NFS1-ISD11-ACP-ISCU-FXN hetero-pentamer, delineates for the first time in any organism the interactions of FXN with the component proteins. FXN binds at the interface of two NFS1 and one ISCU subunits, modifying the local environment of a bound zinc ion that would otherwise inhibit NFS1 activity in complexes without FXN. Our structure sheds light on how FXN facilitates ISC production through unlocking the zinc inhibition and stabilizing key loop conformations of NFS1 and ISCU at the protein-protein interfaces, and offers an explanation of how FRDA clinical mutations affect complex formation and FXN activation.

Abstract The engineering of human ARRDC1-mediated microvesicles (ARMMs) as new non-viral vehicles for delivery of gene therapies overcomes challenges associated with current modalities. Hurdles such as generating sufficient material to meet demand and development of appropriate characterization assays, however, persist. Our study evaluated two scalable strategies to generate GFP-loaded ARMMs, transient transfection or stable cell line-based production. The upstream ARMMs production processes utilized a suspension HEK293-derived line, termed 5B8, from Lonza. Production was evaluated in shake flasks and bioreactors. Downstream ARMMs purification processes employed Tangential Flow Filtration (TFF) and Anion Exchange Chromatography (AEX). Analytical methods included single particle analysis, ELISA, and immunoblotting. Additionally, an in vivo study was conducted in mice to investigate the half-life and biodistribution of ARMMs administered intravenously. 5B8 cells yielded robust production of ARMMs after transient transfection with the ARMMs loading construct or using a stable cell line containing a transgene that encodes the ARMMs loading cassette, in shake flasks or a stirred tank bioreactor, respectively. Approximately 50% of all vesicles produced were payload-containing ARMMs. ARMMs were purified by ultracentrifugation (small scale) or a combination of TFF and AEX (large scale). Both purification methods produced comparable ARMMs. In vivo , ARMMs showed rapid biodistribution predominantly to the spleen and liver and, to a lesser extent, kidneys, and lungs. The successful scale-up of ARMMs production illustrates the potential of engineered extracellular vesicles (EVs). Furthermore, this study highlights the potential utility of ARMMs for in vivo delivery of therapeutic molecules.