Abstract Background Infertility is a growing global health concern affecting millions of couples worldwide. Among several factors, an extreme body weight adversely affects reproductive functions. Leptin is a well-known adipokine that serves as an endocrine signal between adiposity and fertility. However, the exact mechanisms underlying the effects of high leptin on female reproduction remain unclear. Methods Transgenic pig overexpressing leptin (11) were produced by back cross and screened for leptin overexpression, and the growth curve, fat deposition, reproductive performance, apoptosis, serum hormones and cholesterol production, RNA sequencing, and single nucleus RNA sequencing of the leptin-overexpressed pigs and control group were evaluated. Results Transgenic pig overexpressing leptin (11) were obtained, which exhibited significantly reduced body weight, body size, and back fat thickness. These pigs manifested late onset of puberty (327±48.5 vs 150±6.5 days), irregular estrous behavior characterized by increased inter-estrous interval (28.1±4.2 vs 21.3 ± 0.9 days), and more numbers of mating until pregnancy (at least 3 times). This reproductive impairment in leptin pigs was related to hormonal imbalances characterized by increased levels of FSH, LH, prolactin, E2, P4, and TSH, altered steroidogenesis such as increased levels of serum CE along with steroidogenic markers (STAR, CYP19A), and ovarian dysfunctions manifested by neutrophilic infiltration and low expression of caspase-3 positive cells on leptin pigs ovary. Meanwhile, bulk RNA sequencing of the ovaries also revealed neutrophilic infiltration followed by upregulation of inflammation-related genes. Further, leptin overexpression triggered immune response, suppressed follicle development and luteinization, imposing metabolism dysfunction and hormone imbalance in the ovary by single-nucleus RNA sequencing (snRNA-seq). Conclusion Low body weight in leptin overexpression pigs adversely affects reproductive performance, causing delayed puberty, irregular estrous cycles, and reduced breeding efficiency. This is linked to metabolic imbalances, increased immune response, and altered ovarian functions. This study provided a theoretical basis for the complex mechanisms underlying leptin, and infertility by employing leptin-overexpressed female pigs.

Abstract Background The number of multigene-modified donor pigs for xenotransplantation is increasing with the advent of gene editing technologies. However, which gene combination is suitable for which organ transplantation remains unclear. Methods In this study, we utilized CRISPR/Cas9 gene editing technology, PiggyBac transposon system and somatic cell cloning to construct GTKO/hCD55/hTBM/hCD39 four-gene-edited cloned (GEC) pigs and performed kidney transplantation from pig to rhesus monkey to evaluate the effectiveness of these GEC pigs. Results First, 107 cell colonies were obtained through drug selection, of which 7 were 4-GE colonies. Two colonies were selected for somatic cell nuclear transfer, resulting in 7 fetuses, of which 4 were GGTA1 biallelic knockout. Both fetuses had higher expression of hCD55, hTBM and hCD39. Therefore, these two fetuses were selected for two consecutive rounds of cloning, resulting in a total of 97 live piglets. After phenotype identification, the GGTA1 gene of these pigs was inactivated, and hCD55, hTBM and hCD39 were expressed in cells and multiple tissues. Furthermore, the numbers of monkey IgM and IgG binding to the peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) of the 4-GEC pigs were markedly reduced. Moreover, 4-GEC porcine PBMCs had greater survival rates than those from wild-type pigs through complement-mediated cytolysis assays. In pig-to-monkey kidney xenotransplantation, the kidney xenograft successfully survived for 11 days. All physiological and biochemical indicators were normal, and no hyperacute rejection or coagulation abnormalities were found after transplantation. Conclusion These results indicate that the GTKO/hCD55/hTBM/hCD39 four-gene modification effectively alleviates immune rejection, and the pig kidney can functionally support the recipient monkey’s life.

ABSTRACT Background The number of multigene‐modified donor pigs for xenotransplantation is increasing with the advent of gene‐editing technologies. However, it remains unclear which gene combination is suitable for specific organ transplantation. Methods In this study, we utilized CRISPR/Cas9 gene editing technology, piggyBac transposon system, and somatic cell cloning to construct GTKO/hCD55/hTBM/hCD39 four‐gene‐edited cloned (GEC) pigs and performed kidney transplantation from pig to rhesus monkey to evaluate the effectiveness of these GEC pigs. Results First, 107 cell colonies were obtained through drug selection, of which seven were 4‐GE colonies. Two colonies were selected for somatic cell nuclear transfer (SCNT), resulting in seven fetuses, of which four were GGTA1 biallelic knockout. Out of these four, two fetuses had higher expression of hCD55, hTBM, and hCD39. Therefore, these two fetuses were selected for two consecutive rounds of cloning, resulting in 97 live piglets. After phenotype identification, the GGTA1 gene of these pigs was inactivated, and hCD55, hTBM, and hCD39 were expressed in cells and multiple tissues. Furthermore, the numbers of monkey IgM and IgG binding to the peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) of the 4‐GEC pigs were markedly reduced. Moreover, 4‐GEC porcine PBMCs had greater survival rates than those from wild‐type pigs through complement‐mediated cytolysis assays. In pig‐to‐monkey kidney xenotransplantation, the kidney xenograft successfully survived for 11 days. All physiological and biochemical indicators were normal, and no hyperacute rejection or coagulation abnormalities were found after transplantation. Conclusion These results indicate that the GTKO/hCD55/hTBM/hCD39 four‐gene modification effectively alleviates immune rejection, and the pig kidney can functionally support the recipient monkey's life.

Abstract Gene-edited pig-to-human xenotransplantation continues to make breakthroughs and is expected to enter clinic to solve the global shortage of donor organs. However, which gene combination is suitable for which organ transplantation remains unclear. In this study, we utilized CRISPR/Cas9 gene editing technology, PiggyBac transposon system and somatic cell cloning to construct GTKO/CMAHKO/β4GalNT2KO/hCD46/hCD55/hCD59/hCD39/hTBM 8 gene-edited cloned (GEC) donor pigs, and performed pig to non-human primate (NHP) transplantation to evaluate the effectiveness of these GEC pigs. The multiple vectors were co-transfected into fetal fibroblasts of Diannan miniature pig with O blood type, and 25 colonies were screened out, and one of them carried GGTA1, CMAH and β4GalNT2 biallelic knockout and integration of hCD46, hCD55, hCD59, hTBM and hCD39 genes, which was used as a donor cell for cloning, and a 33-day-old viable fetus was obtained. The fetus was identified and confirmed for normal karyotype and the absence of three xenogeneic antigens α-Gal, Neu5Gc and Sda, and expression of hCD46, hCD55, hCD59, hTBM and hCD39 genes, then the recloning was carried out and 28 cloned piglets were obtained by natural delivery. Molecular identification at DNA, mRNA and protein levels showed that 8 gene editing (GE) was successful in these GEC piglets. Moreover, antigen-antibody binding assay and complement-dependent cytotoxicity assay demonstrated that 8GE effectively reduced the immune incompatibility and kidney xenograft survived up to 15 and 17 days into two NHPs, respectively. During this period, the recipient serum antibodies IgA and IgM, complements C3 and C4, coagulation indicators PT, APTT, TT and FIB, as well as most electrolytes and liver function indicators remained relatively stable. The 24-hour urine output and serum creatinine remained normal at a period of post-transplantation. These results indicated that the 8GEC pigs effectively alleviated immune rejection and exerted life-supporting kidney function in the recipient.

The beta T-cell receptor (TRB) expressed by beta T cells is essential for foreign antigen recognition. The TRB locus contains a TRBV family that encodes three complementarity determining regions (CDRs). CDR1 is associated with antigen recognition and interactions with MHC molecules. In contrast to domestic pigs, African suids lack a 284-bp segment spanning exons 1 and 2 of the TRBV27 gene that contains a sequence encoding CDR1. In this study, we used the African swine fever virus (ASFV) as an example to investigate the effect of deleting the TRBV27-encoded CDR1 on the resistance of domestic pigs to exotic pathogens. We first successfully generated TRBV27-edited fibroblasts with disruption of the CDR1 sequence using CRISPR/Cas9 technology and used them as donor cells to generate gene-edited pigs via somatic cell nuclear transfer. The TRBV-edited and wild-type pigs were selected for synchronous ASFV infection. White blood cells were significantly reduced in the genetically modified pigs before ASFV infection. The genetically modified and wild-type pigs were susceptible to ASFV and exhibited typical fevers (>40 °C). However, the TRBV27-edited pigs had a higher viral load than the wild-type pigs. Consistent with this, the gene-edited pigs showed more clinical signs than the wild-type pigs. In addition, both groups of pigs died within 10 days and showed similar severe lesions in organs and tissues. Future studies using lower virulence ASFV isolates are needed to determine the relationship between the TRBV27 gene and ASFV infection in pigs over a relatively long period.