microRNAs (miRNAs) are endogenous small (~21 nucleotide) single-stranded non-coding RNAs that typically function by guiding cleavage of target genes. To find the miRNAs that may be involved in dark-induced leaf senescence, we identified miRNAs by microarray platform using Arabidopsis thaliana leaves from both whole darkened plants (DPs) and individually darkened leaves (IDLs). We found that the expressions of 137 miRNAs (P < 0.01, signal intensity >0) were significantly changed both in DP and IDL leaves. Among them, the expression levels of 44 miRNAs were relative higher than others (P < 0.01, signal intensity >500). Of these differentially expressed miRNAs, 6 miRNAs (miR319a, 319c, miR159, miR164a, miR164c and miR390a) have been previously reported to be involved in dark-induced leaf senescence, and the remaining 38 miRNAs have not been implicated in leaf senescence before. Target genes of all 44 miRNAs were predicted, and some of them, such as NAC1, At3g28690, At2g17640 and At2g45160, were found in the Leaf Senescence Database (LSD). GO and KEGG analysis of 137 miRNAs showed that the predicted target genes were significantly enriched in transcription regulation, development-related biological processes and metabolic pathways. Expression levels of some of the corresponding miRNA targets (At1g73440, At2g03220 and At5g54810) were analysed and found to be significantly different in DP/IDL than that in WT. A microarray analysis about dark-induced miRNAs involved in leaf senescence are present here. Further expression analysis revealed that some new founding miRNAs maybe regulate leaf senescence in Arabidopsis, and the findings highlight the important role of miRNAs in dark-induced leaf senescence.

Abstract Background The number of multigene-modified donor pigs for xenotransplantation is increasing with the advent of gene editing technologies. However, which gene combination is suitable for which organ transplantation remains unclear. Methods In this study, we utilized CRISPR/Cas9 gene editing technology, PiggyBac transposon system and somatic cell cloning to construct GTKO/hCD55/hTBM/hCD39 four-gene-edited cloned (GEC) pigs and performed kidney transplantation from pig to rhesus monkey to evaluate the effectiveness of these GEC pigs. Results First, 107 cell colonies were obtained through drug selection, of which 7 were 4-GE colonies. Two colonies were selected for somatic cell nuclear transfer, resulting in 7 fetuses, of which 4 were GGTA1 biallelic knockout. Both fetuses had higher expression of hCD55, hTBM and hCD39. Therefore, these two fetuses were selected for two consecutive rounds of cloning, resulting in a total of 97 live piglets. After phenotype identification, the GGTA1 gene of these pigs was inactivated, and hCD55, hTBM and hCD39 were expressed in cells and multiple tissues. Furthermore, the numbers of monkey IgM and IgG binding to the peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) of the 4-GEC pigs were markedly reduced. Moreover, 4-GEC porcine PBMCs had greater survival rates than those from wild-type pigs through complement-mediated cytolysis assays. In pig-to-monkey kidney xenotransplantation, the kidney xenograft successfully survived for 11 days. All physiological and biochemical indicators were normal, and no hyperacute rejection or coagulation abnormalities were found after transplantation. Conclusion These results indicate that the GTKO/hCD55/hTBM/hCD39 four-gene modification effectively alleviates immune rejection, and the pig kidney can functionally support the recipient monkey’s life.

ABSTRACT Background The number of multigene‐modified donor pigs for xenotransplantation is increasing with the advent of gene‐editing technologies. However, it remains unclear which gene combination is suitable for specific organ transplantation. Methods In this study, we utilized CRISPR/Cas9 gene editing technology, piggyBac transposon system, and somatic cell cloning to construct GTKO/hCD55/hTBM/hCD39 four‐gene‐edited cloned (GEC) pigs and performed kidney transplantation from pig to rhesus monkey to evaluate the effectiveness of these GEC pigs. Results First, 107 cell colonies were obtained through drug selection, of which seven were 4‐GE colonies. Two colonies were selected for somatic cell nuclear transfer (SCNT), resulting in seven fetuses, of which four were GGTA1 biallelic knockout. Out of these four, two fetuses had higher expression of hCD55, hTBM, and hCD39. Therefore, these two fetuses were selected for two consecutive rounds of cloning, resulting in 97 live piglets. After phenotype identification, the GGTA1 gene of these pigs was inactivated, and hCD55, hTBM, and hCD39 were expressed in cells and multiple tissues. Furthermore, the numbers of monkey IgM and IgG binding to the peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) of the 4‐GEC pigs were markedly reduced. Moreover, 4‐GEC porcine PBMCs had greater survival rates than those from wild‐type pigs through complement‐mediated cytolysis assays. In pig‐to‐monkey kidney xenotransplantation, the kidney xenograft successfully survived for 11 days. All physiological and biochemical indicators were normal, and no hyperacute rejection or coagulation abnormalities were found after transplantation. Conclusion These results indicate that the GTKO/hCD55/hTBM/hCD39 four‐gene modification effectively alleviates immune rejection, and the pig kidney can functionally support the recipient monkey's life.

Abstract Gene-edited pig-to-human xenotransplantation continues to make breakthroughs and is expected to enter clinic to solve the global shortage of donor organs. However, which gene combination is suitable for which organ transplantation remains unclear. In this study, we utilized CRISPR/Cas9 gene editing technology, PiggyBac transposon system and somatic cell cloning to construct GTKO/CMAHKO/β4GalNT2KO/hCD46/hCD55/hCD59/hCD39/hTBM 8 gene-edited cloned (GEC) donor pigs, and performed pig to non-human primate (NHP) transplantation to evaluate the effectiveness of these GEC pigs. The multiple vectors were co-transfected into fetal fibroblasts of Diannan miniature pig with O blood type, and 25 colonies were screened out, and one of them carried GGTA1, CMAH and β4GalNT2 biallelic knockout and integration of hCD46, hCD55, hCD59, hTBM and hCD39 genes, which was used as a donor cell for cloning, and a 33-day-old viable fetus was obtained. The fetus was identified and confirmed for normal karyotype and the absence of three xenogeneic antigens α-Gal, Neu5Gc and Sda, and expression of hCD46, hCD55, hCD59, hTBM and hCD39 genes, then the recloning was carried out and 28 cloned piglets were obtained by natural delivery. Molecular identification at DNA, mRNA and protein levels showed that 8 gene editing (GE) was successful in these GEC piglets. Moreover, antigen-antibody binding assay and complement-dependent cytotoxicity assay demonstrated that 8GE effectively reduced the immune incompatibility and kidney xenograft survived up to 15 and 17 days into two NHPs, respectively. During this period, the recipient serum antibodies IgA and IgM, complements C3 and C4, coagulation indicators PT, APTT, TT and FIB, as well as most electrolytes and liver function indicators remained relatively stable. The 24-hour urine output and serum creatinine remained normal at a period of post-transplantation. These results indicated that the 8GEC pigs effectively alleviated immune rejection and exerted life-supporting kidney function in the recipient.