Continuing the resolution revolution The living cell contains dynamic, spatially complex subassemblies that are sensitive to external perturbations. To minimize such perturbations, cells should be imaged in their native multicellular environments, under as gentle illumination as possible. However, achieving the spatiotemporal resolution needed to follow three-dimensional subcellular processes in detail under these conditions is challenging: Sample-induced aberrations degrade resolution and sensitivity, and high resolution usually requires intense excitation. Liu et al. combined noninvasive lattice light-sheet microscopy with aberration-correcting adaptive optics to study a variety of delicate subcellular events in vivo, including organelle remodeling during mitosis and growth cone dynamics during spinal cord development. Science , this issue p. eaaq1392

Abstract The auxin-inducible degradation system in C. elegans allows for spatial and temporal control of protein degradation via heterologous expression of a single Arabidopsis thaliana F-box protein, transport inhibitor response 1 (AtTIR1). In this system, exogenous auxin (Indole-3-acetic acid; IAA) enhances the ability of AtTIR1 to function as a substrate recognition component that adapts engineered degron-tagged proteins to the endogenous C. elegans E3 ubiquitin ligases complex [SKR-1/2-CUL-1-F-box (SCF)], targeting them for degradation by the proteosome. While this system has been employed to dissect the developmental functions of many C. elegans proteins, we have found that several auxin-inducible degron (AID)-tagged proteins are constitutively degraded by AtTIR1 in the absence of auxin, leading to undesired loss-of-function phenotypes. In this manuscript, we adapt an orthogonal auxin derivative/mutant AtTIR1 pair [C. elegans AID version 2 (C.e.AIDv2)] that transforms the specificity of allosteric regulation of TIR1 from IAA to one that is dependent on an auxin derivative harboring a bulky aryl group (5-Ph-IAA). We find that a mutant AtTIR1(F79G) allele that alters the ligand-binding interface of TIR1 dramatically reduces ligand-independent degradation of multiple AID*-tagged proteins. In addition to solving the ectopic degradation problem for some AID-targets, the addition of 5-Ph-IAA to culture media of animals expressing AtTIR1(F79G) leads to more penetrant loss-of-function phenotypes for AID*-tagged proteins than those elicited by the AtTIR1-IAA pairing at similar auxin analog concentrations. The improved specificity and efficacy afforded by the mutant AtTIR1(F79G) allele expand the utility of the AID system and broaden the number of proteins that can be effectively targeted with it.

Abstract The auxin-inducible degron (AID) system has emerged as a powerful tool to conditionally deplete proteins in a range of organisms and cell-types. Here, we describe a toolkit to augment the use of the AID system in Caenorhabditis elegans . We have generated a set of single-copy, tissue-specific (germline, intestine, neuron, muscle, hypodermis, seam cell, anchor cell) and pan-somatic TIR1- expressing strains carrying an equimolar co-expressed blue fluorescent reporter to enable use of both red and green channels in experiments. We have also constructed a set of plasmids to generate fluorescent protein::AID fusions through CRISPR/Cas9-mediated genome editing. These templates can be produced through frequently used cloning systems (Gibson assembly or SapTrap) or through ribonucleoprotein complex-mediated insertion of PCR-derived, linear repair templates. We have generated a set of sgRNA plasmids carrying modifications shown to boost editing efficiency, targeting standardized transgene insertion sites on chromosomes I and II. Together these reagents should complement existing TIR1 strains and facilitate rapid and high-throughput fluorescent protein::AID* tagging of factors of interest. This battery of new TIR1-expressing strains and modular, efficient cloning vectors serves as a platform for facile assembly of CRISPR/Cas9 repair templates for conditional protein depletion.

ABSTRACT The auxin-inducible degradation system in C. elegans allows for spatial and temporal control of protein degradation via heterologous expression of a single Arabidopsis thaliana F-box protein, transport inhibitor response 1 ( At TIR1). In this system, exogenous auxin (Indole-3-acetic acid; IAA) enhances the ability of At TIR1 to function as a substrate recognition component that adapts engineered degron-tagged proteins to the endogenous C. elegans E3 ubiquitin ligases complex (SKR-1/2-CUL-1-F-box (SCF)), targeting them for degradation by the proteosome. While this system has been employed to dissect the developmental functions of many C. elegans proteins, we have found that several auxin-inducible degron (AID)-tagged proteins are constitutively degraded by At TIR1 in the absence of auxin, leading to undesired loss-of-function phenotypes. In this manuscript, we adapt an orthogonal auxin-derivative/mutant At TIR1 pair ( C. elegans AID version 2 ( C.e. AIDv2)) that transforms the specificity of allosteric regulation of TIR1 from IAA to one that is dependent on an auxin derivative harboring a bulky aryl group (5-Ph-IAA). We find that a mutant At TIR1(F79G) allele that alters the ligand binding interface of TIR1 dramatically reduces ligand-independent degradation of multiple AID*-tagged proteins. In addition to solving the ectopic degradation problem for some AID targets, addition of 5-Ph-IAA to culture media of animals expressing At TIR1(F79G) leads to more penetrant loss-of-function phenotypes for AID*-tagged proteins than those elicited by the At TIR1-IAA pairing at similar auxin analog concentrations. The improved specificity and efficacy afforded by the mutant At TIR1(F79G) allele expands the utility of the AID system and broadens the number of proteins that can be effectively targeted with it. ARITCLE SUMMARY Implementation of the auxin induced degradation (AID) system has increased the power if the C. elegans model through its ability to rapidly degrade target proteins in the presence of the plant hormone auxin (IAA). The current C.e .AID system is limited in that a substantial level of target degradation occurs in the absence of ligand and full levels of target protein degradation require high levels of auxin inducer. In this manuscript, we modify the AID system to solve these problems.

Summary Centrosomes are membraneless organelles that nucleate microtubules. At their core is a pair of centrioles that recruit pericentriolar material (PCM), a phase-separated condensate. In many cell types, including human cells, centrosomes are surrounded by endoplasmic reticulum-derived membranes of unknown structure and function. Using volume electron microscopy, we show that the C. elegans centrosome is surrounded by a membrane reticulum that we call the centriculum, for centr osome-associated membrane ret iculum . Increasing centriculum size by genetic means led to expansion of the PCM and increased microtubule nucleation capacity, an unexpected finding given that the PCM is a membraneless condensate. We provide evidence that the centriculum serves as a microtubule “filter” by limiting the number of microtubules that can elongate fully. We also show the centriculum fuses with the nuclear envelope during mitosis. We propose that this fusion contributes to nuclear envelope breakdown by transducing forces from the elongating spindle to the nuclear membranes.

SUMMARY Chromatin remodelers such as the SWI/SNF complex coordinate metazoan development through broad regulation of chromatin accessibility and transcription, ensuring normal cell cycle control and cellular differentiation in a lineage-specific and temporally restricted manner. Mutations in genes encoding the structural subunits of chromatin, such as histone subunits, and chromatin regulating factors (CRFs) are associated with a variety of disease mechanisms including cancer metastasis, in which cancer co-opts cellular invasion programs functioning in healthy cells during development. Here we utilize Caenorhabditis elegans anchor cell (AC) invasion as an in vivo model to identify the suite of chromatin agents and CRFs that promote cellular invasiveness. We demonstrate that the SWI/SNF ATP-dependent chromatin remodeling complex is a critical regulator of AC invasion, with pleiotropic effects on both G 0 cell cycle arrest and activation of invasive machinery. Using targeted protein degradation and enhanced RNA interference (RNAi) vectors, we show that SWI/SNF contributes to AC invasion in a dose-dependent fashion, with lower levels of activity in the AC corresponding to aberrant cell cycle entry and increased loss of invasion. Our data specifically implicate the SWI/SNF BAF assembly in the regulation of the G 0 cell cycle arrest in the AC, whereas the SWI/SNF PBAF assembly promotes AC invasion via cell cycle-independent mechanisms, including attachment to the basement membrane (BM) and activation of the pro-invasive fos-1 /FOS gene. Together these findings demonstrate that the SWI/SNF complex is necessary for two essential components of AC invasion: arresting cell cycle progression and remodeling the BM. The work here provides valuable single-cell mechanistic insight into how the SWI/SNF assemblies differentially contribute to cellular invasion and how SWI/SNF subunit-specific disruptions may contribute to tumorigeneses and cancer metastasis. SUMMARY STATEMENT Cellular invasion through the basement membrane by the C. elegans anchor cell requires both BAF and PBAF SWI/SNF assemblies to arrest the cell cycle and promote the expression of pro-invasive genes.

Abstract Light sheet fluorescence microscopy (LSFM) has become a method of choice for live imaging because of its fast acquisition and reduced photobleaching and phototoxicity. Despite the strengths and growing availability of LSFM systems, no generalized LSFM mounting protocol has been adapted for live imaging of post-embryonic stages of C. elegans . A major challenge has been to develop methods to limit animal movement using a mounting media that matches the refractive index of the optical system. Here, we describe a simple mounting and immobilization protocol using a refractive-index matched UV-curable hydrogel within fluorinated ethylene propylene (FEP) tubes for efficient and reliable imaging of larval and adult C. elegans stages.

Abstract A growing body of evidence suggests that cell division and basement membrane invasion are mutually exclusive cellular behaviors. How cells switch between proliferative and invasive states is not well understood. Here, we investigated this dichotomy in vivo by examining two cell types in the developing Caenorhabditis elegans somatic gonad that derive from equipotent progenitors, but exhibit distinct cell behaviors: the post-mitotic, invasive anchor cell and the neighboring proliferative, non-invasive ventral uterine (VU) cells. We show that the fates of these cells post-specification are more plastic than previously appreciated and that levels of NHR-67 are important for discriminating between invasive and proliferative behavior. Transcription of nhr-67 is downregulated following post-translational degradation of its direct upstream regulator, HLH-2 (E/Daughterless) in VU cells. In the nuclei of VU cells, residual NHR-67 protein is compartmentalized into discrete punctae that are dynamic over the cell cycle and exhibit liquid-like properties. By screening for proteins that colocalize with NHR-67 punctae, we identified new regulators of uterine cell fate maintenance: homologs of the transcriptional co-repressor Groucho (UNC-37 and LSY-22), as well as the TCF/LEF homolog POP-1. We propose a model in which association of NHR-67 with the Groucho/TCF complex suppresses the default invasive state in non-invasive cells, which complements transcriptional regulation to add robustness to the proliferative-invasive cellular switch in vivo .

Abstract Development of the C. elegans reproductive tract is orchestrated by the anchor cell (AC). Among other things, this occurs through a cell invasion event that connects the uterine and vulval tissue. Several key transcription factors regulate AC invasion, such as EGL-43, HLH-2, and NHR-67. Specifically, these transcription factors function together to maintain the post-mitotic state of the AC, a requirement for AC invasion. EGL-43 is the C. elegans homolog of the human EVI1/MECOM proto-oncogene, and recently, a mechanistic connection has been made between its loss and AC cell-cycle entry. The current model states that EGL-43 represses LIN-12 (Notch) expression to prevent AC proliferation, suggesting that Notch signaling is mitogenic in the absence of EGL-43. To reevaluate the relationship between EGL-43 and LIN-12, we designed and implemented a heterologous co-expression system called AIDHB that combines the auxin-inducible degron (AID) system of plants with a live cell-cycle sensor based on human DNA helicase B (DHB). After validating the AIDHB approach using AID-tagged GFP, we sought to test this approach using AID-tagged alleles of egl-43 and lin-12 . Auxin-inducible degradation of either EGL-43 or LIN-12 resulted in the expected AC phenotypes. Lastly, we seized the opportunity to pair AIDHB with RNAi to co-deplete LIN-12 and EGL-43, respectively. This combined approach revealed that LIN-12 is not required for AC proliferation following loss of EGL-43, which contrasts with a double RNAi experiment directed against these same targets. The addition of AIDHB to the C. elegans transgenic toolkit should facilitate functional in vivo imaging of cell-cycle associated phenomena.