Recent gains in reducing the global burden of malaria are threatened by the emergence of Plasmodium falciparum resistance to artemisinins. The discovery that mutations in portions of a P. falciparum gene encoding kelch (K13)–propeller domains are the major determinant of resistance has provided opportunities for monitoring such resistance on a global scale.

ABSTRACT Malaria parasite genomes have been generated predominantly using short read sequencing technology which can be slow, requires advanced laboratory training and does not adequately interrogate complex genomic regions that harbour important malaria virulence determinants. The portable Oxford Nanopore Technologies MinION platform generates long reads in real time and may overcome these limitations. We present compelling evidence that Nanopore sequencing delivers valuable additional information for malaria parasites with comparable data fidelity for single nucleotide variant (SNV) calls, compared to standard Illumina whole genome sequencing. We demonstrate this through sequencing of pure Plasmodium falciparum DNA, mock infections and natural isolates. Nanopore has low error rates for haploid SNV genotyping and identifies structural variants (SVs) not detected with short reads. Nanopore genomes are directly comparable to publically available genomes and produce high quality end to end chromosome assemblies. Nanopore sequencing will expedite genomic surveillance of malaria and provide new insights into parasite genome biology.

In 2021, nationwide malaria molecular surveillance revealed a high prevalence of a validated artemisinin resistance marker, the kelch13 (k13) Arg561His mutation, in the Kagera region of northwestern Tanzania. We aimed to investigate the efficacy of artemether-lumefantrine and artesunate-amodiaquine and to confirm the presence of artemisinin partial resistance (ART-R) in the Karagwe district of this region.

Monitoring the genetic structure of malaria parasite populations has been proposed as a novel and sensitive approach to quantify the impact of malaria control and elimination efforts. Here we describe the first population genetic analysis of sympatric Plasmodium falciparum (Pf) and Plasmodium vivax (Pv) populations following nationwide distribution of long-lasting insecticide treated nets (LLIN) in Papua New Guinea (PNG). Parasite isolates from serial cross-sectional studies pre- (2005-6) and post-LLIN (2010-2014) were genotyped using microsatellite markers. Despite parasite prevalence declining substantially in these communities (East Sepik: Pf=54.9-8.5%, Pv=35.7-5.6%, Madang: Pf=38.0-9.0%, Pv: 31.8-19.7%), genetically diverse and intermixing parasite populations remained. P. falciparum diversity declined modestly post-LLIN relative to pre-LLIN (East Sepik: Rs = 7.1-6.4, He = 0.77-0.71; Madang: Rs= 8.2-6.1, He = 0.79-0.71). Unexpectedly, population structure present in pre-LLIN populations was lost post-LLIN, suggesting that more frequent human movement between provinces may have contributed to higher gene flow between provinces. P. vivax prevalence initially declined but increased again in one province, yet diversity remained high throughout the study period (East Sepik: Rs=11.4-9.3, He=0.83-0.80; Madang: Rs=12.2-14.5, He=0.85-0.88). Although genetic differentiation values increased between provinces over time, no significant population structure was observed at any time point. For both species, the emergence of clonal transmission and significant multilocus linkage disequilibrium (mLD) due to increased focal inbreeding post-LLIN was a strong indicator of impact on the parasite population using these markers. After eight years of intensive malaria control in PNG and substantial prevalence decline the impact on parasite population diversity and structure detectable by microsatellite genotyping was limited.

Abstract The human malaria parasite Plasmodium vivax is resistant to malaria control strategies maintaining high genetic diversity even when transmission is low. To investigate whether declining P. vivax transmission leads to increasing P. vivax population structure that would facilitate elimination, we genotyped samples from a wide range of transmission intensities and spatial scales in the Southwest Pacific, including two time points at one site (Tetere, Solomon Islands) during intensified control. Analysis of 887 P. vivax microsatellite haplotypes from hyperendemic Papua New Guinea (PNG, n = 443), meso-hyperendemic Solomon Islands (n= 420), and hypoendemic Vanuatu (n=24) revealed increasing population structure and multilocus linkage disequilibrium and a modest decline in diversity as transmission decreases over space and time. In Solomon Islands, which has had sustained control efforts for 20 years, and Vanuatu, which has experienced sustained low transmission for many years, significant population structure was observed at different spatial scales. We conclude that control efforts will eventually impact P. vivax population structure and with sustained pressure, populations may eventually fragment into a limited number of clustered foci that could be targeted for elimination.

Plasmodium vivax transmission occurs throughout the tropics and is an emerging threat in areas of Plasmodium falciparum decline, causing relapse infections that complicate treatment and control. Targeted sequencing for P. falciparum has been widely deployed to detect population structure and the geographic spread of antimalarial and diagnostic resistance. However, there are fewer such tools for P. vivax. Leveraging global variation data, we designed four molecular inversion probe (MIP) genotyping panels targeting geographically differentiating SNPs, neutral SNPs, putative antimalarial resistance genes, and vaccine candidate genes. We deployed these MIP panels on 866 infections from the Peruvian Amazon and identified transmission networks with clonality (IBD[identity by descent]>0.99), copy number variation in Pvdbp and multiple Pvrbps, mutations in antimalarial resistance orthologs, and balancing selection in 13 vaccine candidate genes. Our MIP panels are the broadest genotyping panel currently available and are poised for successful deployment in other regions of P. vivax transmission.