Abstract SARS-CoV-2 infection in immunocompromised individuals is associated with prolonged virus shedding and evolution of viral variants. Rapamycin and its analogs (rapalogs, including everolimus, temsirolimus, and ridaforolimus) are FDA-approved as mTOR inhibitors for the treatment of human diseases, including cancer and autoimmunity. Rapalog use is commonly associated with increased susceptibility to infection, which has been traditionally explained by impaired adaptive immunity. Here, we show that exposure to rapalogs increases susceptibility to SARS-CoV-2 infection in tissue culture and in immunologically naive rodents by antagonizing the cell-intrinsic immune response. By identifying one rapalog (ridaforolimus) that is less potent in this regard, we demonstrate that rapalogs promote Spike-mediated entry into cells by triggering the degradation of antiviral proteins IFITM2 and IFITM3 via an endolysosomal remodeling program called microautophagy. Rapalogs that increase virus entry inhibit the mTOR-mediated phosphorylation of the transcription factor TFEB, which facilitates its nuclear translocation and triggers microautophagy. In rodent models of infection, injection of rapamycin prior to and after virus exposure resulted in elevated SARS-CoV-2 replication and exacerbated viral disease, while ridaforolimus had milder effects. Overall, our findings indicate that preexisting use of certain rapalogs may elevate host susceptibility to SARS-CoV-2 infection and disease by activating lysosome-mediated suppression of intrinsic immunity. Significance Rapamycin is an immunosuppressant used in humans to treat cancer, autoimmunity, and other disease states. Here, we show that rapamycin and related compounds promote the first step of the SARS-CoV-2 infection cycle—entry into cells—by disarming cell-intrinsic immune defenses. We outline the molecular basis for this effect by identifying a rapamycin derivative that is inactive, laying the foundation for improved mTOR inhibitors that do not suppress intrinsic immunity. We find that rapamycin analogs that promote SARS-CoV-2 entry are those that activate TFEB, a transcription factor that triggers the degradation of antiviral membrane proteins inside of cells. Finally, rapamycin administration to rodents prior to SARS-CoV-2 challenge results in enhanced viral disease, revealing that its use in humans may increase susceptibility to infection.

ABSTRACT Interferon-induced transmembrane protein 3 (IFITM3) is a host antiviral protein that alters cell membranes to block fusion of viruses. Published reports have identified conflicting pro- and antiviral effects of IFITM3 on SARS-CoV-2 in cultured cells, and its impact on viral pathogenesis in vivo remains unclear. Here, we show that IFITM3 knockout (KO) mice infected with mouse-adapted SARS-CoV-2 experienced extreme weight loss and lethality, while wild type (WT) mice lost minimal weight and recovered. KO mice had higher lung viral titers and increases in lung inflammatory cytokine levels, CD45-positive immune cell infiltration, and histopathology, compared to WT mice. Mechanistically, we observed disseminated viral antigen staining throughout the lung tissue and pulmonary vasculature in KO mice, while staining was observed in confined regions in WT lungs. Global transcriptomic analysis of infected lungs identified upregulation of gene signatures associated with interferons, inflammation, and angiogenesis in KO versus WT animals, highlighting changes in lung gene expression programs that precede severe lung pathology and fatality. Corroborating the protective effect of IFITM3 in vivo , K18-hACE2/IFITM3 KO mice infected with non-adapted SARS-CoV-2 showed enhanced, rapid weight loss and early death compared to control mice. Increased heart infection was observed in both mouse models in the absence of IFITM3, indicating that IFITM3 constrains extrapulmonary dissemination of SARS-CoV-2. Our results establish IFITM3 KO mice as a new animal model for studying severe SARS-CoV-2 infection of the lung and cardiovascular system, and overall demonstrate that IFITM3 is protective in SARS-CoV-2 infections of mice.

Abstract SARS-CoV-2 is a worldwide health concern, and new treatment strategies are needed 1 . Targeting inflammatory innate immunity pathways holds therapeutic promise, but effective molecular targets remain elusive. Here, we show that human caspase-4 (CASP4), and its mouse homologue, caspase-11 (CASP11), are upregulated in SARS-CoV-2 infections, and that CASP4 expression correlates with severity of SARS-CoV-2 infection in humans. SARS-CoV-2-infected Casp11 -/- mice were protected from severe weight loss and lung pathology, including blood vessel damage, compared to wild-type (WT) and gasdermin-D knock out ( Gsdmd -/- ) mice. GSDMD is a downstream effector of CASP11 and CASP1. Notably, viral titers were similar in the three genotypes. Global transcriptomics of SARS-CoV-2-infected WT, Casp11 -/- and Gsdmd -/- lungs identified restrained expression of inflammatory molecules and altered neutrophil gene signatures in Casp11 -/- mice. We confirmed that protein levels of inflammatory mediators IL-1β, IL6, and CXCL1, and neutrophil functions, were reduced in Casp11 -/- lungs. Additionally, Casp11 -/- lungs accumulated less von Willebrand factor, a marker for endothelial damage, but expressed more Kruppel-Like Factor 2, a transcription factor that maintains vascular integrity. Overall, our results demonstrate that CASP4/11, promotes detrimental SARS-CoV-2-associated inflammation and coagulopathy, largely independently of GSDMD, identifying CASP4/11 as a promising drug target for treatment and prevention of severe COVID-19.

ABSTRACT Severe acute respiratory syndrome coronavirus (SARS-CoV)-2 is an enveloped virus responsible for the COVID-19 respiratory disease pandemic. While induction of adaptive antiviral immunity via vaccination holds promise for combatting the pandemic, the emergence of new potentially more transmissible and vaccine-resistant variants of SARS-CoV-2 is an ever-present threat. Thus, it remains essential to better understand innate immune mechanisms that are active against the virus. One component of the innate immune system with broad anti-pathogen, including antiviral, activity is a group of cationic immune peptides termed defensins. The defensins’ ability to neutralize enveloped and non-enveloped viruses and to inactivate numerous bacterial toxins correlate with their ability to promote the unfolding of thermodynamically pliable proteins. Accordingly, we found that human neutrophil a-defensin HNP1 and retrocyclin RC-101 destabilize SARS-CoV-2 Spike protein and interfere with Spike-mediated membrane fusion and SARS-CoV-2 infection in cell culture. We show that HNP1 binds to Spike with submicromolar affinity. Although binding of HNP1 to serum albumin is more than 20-fold weaker, serum reduces the anti-SARS-CoV-2 activity of HNP1. At high concentrations of HNP1, its ability to inactivate the virus was preserved even in the presence of serum. These results suggest that specific a- and 8-defensins may be valuable tools in developing SARS-CoV-2 infection prevention strategies.

Abstract Influenza virus activates cellular inflammasome pathways, which can be either beneficial or detrimental to infection outcomes. Here, we investigated the role of the inflammasome-activated pore-forming protein gasdermin D (GSDMD) during infection. Ablation of GSDMD in knockout (KO) mice significantly attenuated virus-induced weight loss, lung dysfunction, lung histopathology, and mortality compared with wild type (WT) mice, despite similar viral loads. Infected GSDMD KO mice exhibited decreased inflammatory gene signatures revealed by lung transcriptomics, which also implicated a diminished neutrophil response. Importantly, neutrophil depletion in infected WT mice recapitulated the reduced mortality and lung inflammation observed in GSDMD KO animals, while having no additional protective effects in GSDMD KOs. These findings reveal a new function for GSDMD in promoting lung neutrophil responses that amplify influenza virus-induced inflammation and pathogenesis. Targeting the GSDMD/neutrophil axis may provide a new therapeutic avenue for treating severe influenza.

Abstract Influenza virus primarily targets the lungs, but dissemination and damage to heart tissue is also known to occur in severe infections. Despite this knowledge, influenza virus-induced cardiac pathogenesis and its underlying mechanisms have been difficult to study due to a lack of small animal models. In humans, polymorphisms in the gene encoding interferon-induced transmembrane protein 3 (IFITM3), an antiviral restriction factor, are associated with susceptibility to severe influenza, but whether IFITM3 deficiencies contribute to other aspects of pathogenesis, including cardiac dysfunction, is unknown. We now show that IFITM3 deficiency in a newly generated knockout (KO) mouse model exacerbates illness and mortality following influenza A virus infection. Enhanced pathogenesis correlated with increased replication of virus in the lungs, spleens, and hearts of KO mice relative to wildtype (WT) mice. IFITM3 KO mice exhibited normal cardiac function at baseline, but developed severely aberrant electrical activity upon infection, including decreased heart rate and irregular, arrhythmic RR (interbeat) intervals. In contrast, WT mice exhibited a mild decrease in heart rate without irregularity of RR intervals. Heightened cardiac virus titers and electrical dysfunction in KO animals was accompanied by increased activation of fibrotic pathways and fibrotic lesions in the heart. Our findings reveal an essential role for IFITM3 in controlling influenza virus replication and pathogenesis in heart tissue and establish IFITM3 KO mice as a powerful model to study virus-induced cardiac dysfunction.

Abstract Cardiac dysfunction is a common extrapulmonary complication of severe influenza virus infection. Prevailing models propose that influenza-associated heart dysfunction is indirectly triggered by cytokine mediated cardiotoxicity downstream of the inflamed lung, rather than by direct infection of cardiac tissue. To test the etiology of cardiac dysfunction resulting from influenza virus infection, we generated a novel recombinant H1N1 influenza A virus that was attenuated in cardiomyocytes by incorporation of target sequences for miRNAs expressed specifically in that cell type (miR133b and miR206). Compared with control virus, mice infected with the miR-targeted virus had significantly reduced heart viral titers, confirming cardiac attenuation of viral replication. The miR-targeted virus, however, was fully replicative and inflammatory in lungs when compared to control virus, and induced similar systemic weight loss. The miR-targeted virus induced considerably lower levels of cardiac arrhythmia, fibrosis, and inflammation, compared with control virus, in mice lacking interferon induced transmembrane protein 3 (IFITM3), which serve as the only available model for severe influenza-associated cardiac pathology. We conclude that robust replication of virus in the heart is required for pathology even when lung inflammation is severe. Indeed, we show that human stem cell-derived cardiomyocytes are susceptible to influenza virus infection. This work establishes a fundamental new paradigm in which influenza virus damages the heart through direct infection of cardiomyocytes.

Type I interferon (IFN) induced by virus infections during pregnancy causes placental damage, though the mechanisms and identities of IFN-stimulated genes that are involved remain under investigation. The IFN-induced transmembrane proteins (IFITMs) inhibit virus infections by preventing virus membrane fusion with cells and by inhibiting fusion of infected cells (syncytialization). Fusion of placental trophoblasts via expression of endogenous retroviral fusogens known as Syncytins forms the syncytiotrophoblast, a multinucleated cell structure essential for fetal development. We found that IFN blocks fusion of BeWo human placental trophoblasts. Stably-expressed IFITMs 1, 2, and 3 also blocked fusion of these trophoblasts, while making them more resistant to virus infections. Conversely, stable knockdown of IFITMs in BeWo trophoblasts increased their spontaneous fusion and allowed fusion in the presence of IFN, while also making the cells more susceptible to virus infection. Overall, our data demonstrate that IFITMs are anti-viral and anti-fusogenic in trophoblasts.

ABSTRACT Vaccines against SARS-CoV-2 that induce mucosal immunity capable of preventing infection and disease remain urgently needed. We show that intramuscular priming of mice with an alum and BcfA-adjuvanted Spike subunit vaccine, followed by a BcfA-adjuvanted mucosal booster, generated Th17 polarized tissue resident CD4+ T cells, and mucosal and serum antibodies. The serum antibodies efficiently neutralized SARS-CoV-2 and its Delta variant, suggesting cross-protection against a recent variant of concern (VOC). Immunization with this heterologous vaccine prevented weight loss following challenge with mouse-adapted SARS-CoV-2 and reduced viral replication in the nose and lungs. Histopathology showed a strong leukocyte and polymorphonuclear (PMN) cell infiltrate without epithelial damage in mice immunized with BcfA-containing vaccines. In contrast, viral load was not reduced in the upper respiratory tract of IL-17 knockout mice immunized with the same formulation, suggesting that the Th17 polarized T cell responses are critical for protection. We show that vaccines adjuvanted with alum and BcfA, delivered through a heterologous prime-pull regimen, protect against SARS-CoV-2 infection without causing enhanced respiratory disease. SIGNIFICANCE There remains a need for SARS CoV-2 booster vaccines that generate mucosal immunity and prevent transmission. We show that systemic priming followed by a mucosal booster with a BcfA-adjuvanted subunit vaccine generates neutralizing antibodies and Th17 polarized systemic and tissue-resident immune responses that provide sterilizing immunity against wildtype SARS CoV-2, and a variant of concern. Importantly, in contrast to alum alone, the addition of BcfA prevents respiratory pathology. These results suggest that a BcfA-adjuvanted mucosal booster may elicit mucosal immunity in individuals previously immunized systemically with approved vaccines. This foundational study in mice sets the stage for testing our vaccine regimen in larger animal models as a booster vaccine.

Butyrate is an abundant metabolite produced by the gut microbiota and is known to modulate multiple immune system pathways and inflammatory diseases. However, studies of its effects on virus infection of cells are limited and enigmatic. We found that butyrate increases cellular infection and virus replication in influenza virus, reovirus, and human immunodeficiency virus infections. Further exploring this phenomenon, we found that addition of butyrate to cells deficient in type I interferon (IFN) signaling did not increase susceptibility to virus infection. Accordingly, we discovered that butyrate suppressed levels of specific IFN stimulated gene (ISG) products in human and mouse cells. Butyrate did not inhibit IFN-induced phosphorylation of transcription factors STAT1 and STAT2 or their translocation to the nucleus, indicating that IFN signaling was not disrupted. Rather, our data are suggestive of a role for inhibition of histone deacetylase activity by butyrate in limiting ISG induction. Global transcript analysis revealed that butyrate increases expression of more than 800 cellular genes, but represses IFN-induced expression of 60% of ISGs. Overall, we identify a new mechanism by which butyrate promotes virus infection via repression of ISGs. Our findings also add to the growing body of evidence showing that individual ISGs respond differently to type I IFN induction depending on the cellular environment, including the presence of butyrate.