Single-molecule Förster resonance energy transfer (smFRET) is increasingly being used to determine distances, structures, and dynamics of biomolecules in vitro and in vivo. However, generalized protocols and FRET standards to ensure the reproducibility and accuracy of measurements of FRET efficiencies are currently lacking. Here we report the results of a comparative blind study in which 20 labs determined the FRET efficiencies (E) of several dye-labeled DNA duplexes. Using a unified, straightforward method, we obtained FRET efficiencies with s.d. between ±0.02 and ±0.05. We suggest experimental and computational procedures for converting FRET efficiencies into accurate distances, and discuss potential uncertainties in the experiment and the modeling. Our quantitative assessment of the reproducibility of intensity-based smFRET measurements and a unified correction procedure represents an important step toward the validation of distance networks, with the ultimate aim of achieving reliable structural models of biomolecular systems by smFRET-based hybrid methods.

Abstract Single-molecule FRET (smFRET) has become an established tool to study biomolecular structure and dynamics in vitro and in live cells. We performed a worldwide blind study involving 19 labs to assess the uncertainty of FRET experiments for proteins with respect to the measured FRET efficiency histograms, determination of distances, and the detection and quantification of structural dynamics. Using two protein systems that undergo distinct conformational changes, we obtained an uncertainty of the FRET efficiency of less than ± 0.06, corresponding to an interdye distance precision of ≤ 0.2 nm and accuracy of ≤ 0.5 nm. We further discuss the limits for detecting distance fluctuations with sensitivity down to ≲ 10% of the Förster distance and provide guidelines on how to detect potential dye perturbations. The ability of smFRET experiments to simultaneously measure distances and avoid averaging of conformational dynamics slower than the fluorescence lifetime is unique for dynamic structural biology.

Abstract Pulsed electron-electron double resonance spectroscopy (PELDOR or DEER) and single molecule Förster resonance energy transfer spectroscopy (smFRET) are recent additions to the toolbox of integrative structural biology. Both methods are frequently used to visualize conformational changes and to determine nanometer-scale distances in biomacromolecules including proteins and nucleic acids. A prerequisite for the application of PELDOR/DEER and smFRET is the presence of suitable spin centers or fluorophores in the target molecule, which are usually introduced via chemical biology methods. The application portfolio of the two methods is overlapping: each allows determination of distances, to monitor distance changes and to visualize conformational heterogeneity and -dynamics. Both methods can provide qualitative information that facilitates mechanistic understanding, for instance on conformational changes, as well as quantitative data for structural modelling. Despite their broad application, a comprehensive comparison of the accuracy of PELDOR/DEER and smFRET is still missing and we set out here to fill this gap. For this purpose, we prepared a library of double cysteine mutants of three well-studied substrate binding proteins that undergo large-scale conformational changes upon ligand binding. The distances between the introduced spin- or fluorescence labels were determined via PELDOR/DEER and smFRET, using established standard experimental protocols and data analysis routines. The experiments were conducted in the presence and absence of the natural ligands to investigate how well the ligand-induced conformational changes could be detected by the two methods. Overall, we found good agreement for the determined distances, yet some surprising inconsistencies occurred. In our set of experiments, we identified the source of discrepancies as the use of cryoprotectants for PELDOR/DEER and label-protein interactions for smFRET. Our study highlights strength and weaknesses of both methods and paves the way for a higher confidence in quantitative comparison of PELDOR/DEER and smFRET results in the future.

ABSTRACT Single-molecule FRET (smFRET) is a versatile technique to study the dynamics and function of biomolecules since it makes nanoscale movements detectable as fluorescence signals. The powerful ability to infer quantitative kinetic information from smFRET data is, however, complicated by experimental limitations. Diverse analysis tools have been developed to overcome these hurdles but a systematic comparison is lacking. Here, we report the results of a blind benchmark study assessing eleven analysis tools used to infer kinetic rate constants from smFRET trajectories. We tested them against simulated and experimental data containing the most prominent difficulties encountered in analyzing smFRET experiments: different noise levels, varied model complexity, non-equilibrium dynamics, and kinetic heterogeneity. Our results highlight the current strengths and limitations in inferring kinetic information from smFRET trajectories. In addition, we formulate concrete recommendations and identify key targets for future developments, aimed to advance our understanding of biomolecular dynamics through quantitative experiment-derived models.

ABSTRACT SYBR Gold is a commonly used and particularly bright fluorescent DNA stain, however, its binding mode to DNA remains controversial. Here, we quantitate SYBR Gold binding to DNA using two complementary approaches. We use mechanical micromanipulation with magnetic tweezers (MT) to determine the effects of SYBR Gold binding on DNA length, twist, and mechanical properties. The MT assay reveals systematic lengthening and unwinding of DNA upon SYBR Gold binding, consistent with an intercalative binding mode where every SYBR Gold molecule unwinds DNA by 19.1° ± 0.7°. We complement the MT data with a spectroscopic characterization of SYBR Gold fluorescence upon addition to DNA. The data are well described by a global binding model for dye concentrations ≤1 μM, with binding parameters that quantitatively agree with the MT results. The fluorescence signal increases linearly with the number of intercalated SYBR Gold molecules. At dye concentrations >1 μM, fluorescence quenching and inner filter effects become relevant and it is required to correct the SYBR Gold fluorescence signals for quantitative assessment of DNA concentrations. In summary, we provide a mechanistic understanding of DNA-SYBR Gold interactions and present practical guidelines for optimal DNA detection and quantitative DNA sensing applications using SYBR Gold.

Abstract Single-molecule Förster resonance energy transfer (smFRET) is a unique biophysical approach for studying conformational dynamics in biomacro-molecules. Photon-by-photon hidden Markov modelling (H 2 MM) is an analysis tool that can quantify FRET dynamics of single biomolecules, even if they occur on the sub-millisecond timescale. However, dye photophysical transitions intertwined with FRET dynamics may introduce artefacts. Here, we introduce multi-parameter H 2 MM (mpH 2 MM), which assists in identifying FRET dynamics based on simultaneous observation of multiple experimentally-derived parameters. We show the importance of using mpH 2 MM to decouple FRET dynamics caused by conformational changes from photophysical transitions in confocal-based smFRET measurements of a DNA hairpin, the maltose binding protein, MalE, and the type-III secretion system effector, YopO, from Yersinia species all exhibiting conformational dynamics ranging from the sub-second to microsecond timescales. Overall, we show that using mpH 2 MM facilitates the identification and quantification of biomolecular sub-populations and their origin.

Abstract The pathogens Vibrio cholerae and Haemophilus influenzae use tripartite ATP-independent periplasmic transporters (TRAPs) to scavenge sialic acid from host tissues. They use it as a nutrient or to evade the innate immune system by sialylating surface lipopolysaccharides. An essential component of TRAP transporters is a periplasmic substrate binding protein (SBP). Without substrate, the SBP has been proposed to rest in an open-state, which is not recognised by the transporter. Substrate binding induces a conformational change of the SBP and it is thought that this closed state is recognised by the transporter, triggering substrate translocation. Here we use real time single molecule FRET experiments and crystallography to investigate the open- to closed-state transition of VcSiaP, the SBP of the sialic acid TRAP transporter from V. cholerae . We show that the conformational switching of VcSiaP is strictly substrate induced, confirming an important aspect of the proposed transport mechanism. Two new crystal structures of VcSiaP provide insights into the closing mechanism. While the first structure contains the natural ligand, sialic acid, the second structure contains an artificial peptide in the sialic acid binding site. Together, the two structures suggest that the ligand itself stabilises the closed state and that SBP closure is triggered by physically bridging the gap between the two lobes of the SBP. Finally, we demonstrate that the affinity for the artificial peptide substrate can be substantially increased by varying its amino acid sequence and by this, serve as a starting point for the development of peptide-based inhibitors of TRAP transporters.

Abstract An essential requirement for the use of fluorescent dyes in biomedicine, molecular biology, biochemistry, biophysics and optical imaging is their (covalent) attachment to biomolecules. There is, however, no systematic and automated approach for the selection of suitable labeling sites in macromolecules, which is particular problematic for proteins. Here, we present a general and quantitative strategy to identify optimal residues for protein labeling using a naïve Bayes classifier. Based on a literature search and bioinformatics analysis of >100 proteins with ∼400 successfully labeled residues, we identified four parameters, which we combined into a labeling score to rank residues for their suitability as a label-site. The utility of our approach for the systematic selection of single residues and residue pairs for FRET experiments is supported by data from the literature and by new experiments on different proteins. To make the method available to a large community of researchers, we developed a python package called “labelizer”, that performs an analysis of a pdb-structure (or structural models), label score calculation, and FRET assay scoring. We further provide a webserver ( https://labelizer.bio.lmu.de/ ) to conveniently apply our approach and to build up a central open-access database of (non-)successfully labeled protein residues to continuously improve and refine the labelizer approach.

Genetically encodable fluorescent proteins have revolutionized biological imaging in vivo and in vitro. Since there are no other natural fluorescent tags with comparable features, the impact of fluorescent proteins for biological research cannot be overemphasized. Despite their importance, their photophysical properties, i.e., brightness, count-rate and photostability, are relatively poor compared to synthetic organic fluorophores or quantum dots. Intramolecular photostabilizers were recently rediscovered as an effective approach to improve photophysical properties. The approach uses direct conjugation of photostablizing compounds such as triplet-state quenchers or redox-active substances to an organic fluorophore, thereby creating high local concentrations of photostabilizer. Here, we introduce an experimental strategy to screen for the effects of covalently-linked photostabilizers on fluorescent proteins. We recombinantly produced a double cysteine mutant (A206C/L221C) of alpha-GFP for attachment of photostabilizer-maleimides on the beta-barrel in close proximity to the chromophore. Whereas labelling with photostabilizers such as Trolox, Nitrophenyl, and Cyclooctatetraene, which are often used for organic fluorophores, had no effect on photostability, a substantial increase of photostability was found upon conjugation of GFP to an azobenzene derivative. Although the mechanism of the photostabilizing effects remains to be elucidated, we speculate that the higher triplet-energy of azobenzene might be crucial for triplet-quenching of fluorophores in the near-UV and blue spectral range. Our study paves the way towards the development and design of a second generation of fluorescent proteins with photostabilizers placed directly in the protein barrel by methods such as unnatural amino acid incorporation.

Abstract The use of fluorescence techniques has had an enormous impact on various research fields including imaging, biochemical assays, DNA-sequencing and medical technologies. This has been facilitated by the availability of numerous commercial dyes, but often information about the chemical structures of dyes (and their linkers) are a well-kept secret. This can lead to problems for applications where a knowledge of the dye structure is necessary to predict (unwanted) dye-target interactions, or to establish structural models of the dye-target complex. Using a combination of spectroscopy, mass spectrometry and molecular dynamics simulations, we here investigate the molecular structures and spectroscopic properties of dyes from the Alexa Fluor (Alexa Fluor 555 and 647) and AF series (AF555, AF647, AFD647). Based on available data and published structures of the AF and Cy dyes, we present two possible structures for Alexa Fluor 555. We also resolve conflicting reports on the linker composition of Alexa Fluor 647. A comprehensive comparison between Alexa Fluor and AF dyes by continuous-wave absorption and emission spectroscopy, quantum yield determination, fluorescence lifetime and anisotropy spectroscopy of free and protein-attached dyes, supports the suggestion that the Alexa Fluor and AF dyes have a high degree of structural similarity. In addition, we compared Alexa Fluor 555 and Alexa Fluor 647 to their structural homologs AF555 and AF(D)647 in single-molecule FRET applications. Both pairs showed excellent performance in solution-based smFRET experiments using alternating laser excitation demonstrating that the AF-fluorophores are an attractive alternative to Alexa- and Cy-dyes for smFRET studies, and suggesting their usefulness for other fluorescence applications.