Intracellular pathogens and danger signals trigger the formation of inflammasomes, which activate inflammatory caspases and induce pyroptosis. The anthrax lethal factor metalloprotease and small-molecule DPP8/9 inhibitors both activate the NLRP1B inflammasome, but the molecular mechanism of NLRP1B activation is unknown. In this study, we used genome-wide CRISPR-Cas9 knockout screens to identify genes required for NLRP1B-mediated pyroptosis. We discovered that lethal factor induces cell death via the N-end rule proteasomal degradation pathway. Lethal factor directly cleaves NLRP1B, inducing the N-end rule-mediated degradation of the NLRP1B N terminus and freeing the NLRP1B C terminus to activate caspase-1. DPP8/9 inhibitors also induce proteasomal degradation of the NLRP1B N terminus but not via the N-end rule pathway. Thus, N-terminal degradation is the common activation mechanism of this innate immune sensor.

The danger signals that activate the NLRP1 and CARD8 inflammasomes have not been fully established. We recently discovered that cytosolic peptide accumulation activates these inflammasomes. In addition, we found that the oxidized form of TRX1 binds to and represses NLRP1, suggesting that NLRP1 also detects a lack of reactive oxygen species, or reductive stress. However, no agents that induce reductive stress were known to test this premise. Here, we identify and characterize several radical-trapping antioxidants, including JSH-23, that induce reductive stress. We show that these compounds accelerate the proteasome-mediated degradation of the repressive N-terminal fragments of NLRP1 and CARD8, releasing the inflammasome-forming C-terminal fragments from autoinhibition. Moreover, we found that reductive stress and peptide accumulation together trigger much more intense inflammasome activation than either signal alone. Overall, this work validates chemical probes that induce reductive stress, and establishes reductive stress alongside peptide accumulation as the key inflammasome-activating danger signals.

NLRP1 and CARD8 are related sensors that form inflammasomes, but the danger signals that they detect are not fully established. These proteins undergo autoproteolysis, generating repressive N-terminal (NT) and inflammatory C-terminal (CT) fragments. The proteasome-mediated degradation of the NT releases the CT from autoinhibition, but the CT is then sequestered in a complex with the full-length sensor and DPP9. Here, we show that cytosolic peptide accumulation activates these inflammasomes. We found that a diverse array of peptides accelerates NT degradation, and those with N-terminal XP sequences also destabilize the ternary complexes. Peptides interfere with many biological processes, including protein folding. We show that unrelated agents that disrupt protein folding also induce NT degradation, but do not cause inflammasome activation because DPP9 sequesters the CT fragments in the absence of XP peptides. Overall, these results indicate that NLRP1 and CARD8 detect protein misfolding that is associated with peptide accumulation.

CARD8 is a pattern-recognition receptor that forms a caspase-1-activating inflammasome. CARD8 undergoes autoproteolysis, generating an N-terminal (NT) fragment with a disordered region and a ZU5 domain and a C-terminal (CT) fragment with UPA and CARD domains. DPP8 and DPP9 (DPP8/9) inhibitors, including Val-boroPro (VbP), accelerate the degradation of the NT fragment via a poorly characterized proteasome-mediated pathway, thereby releasing the inflammatory CT fragment from autoinhibition. Here, we show that the core 20S proteasome, which degrades disordered and misfolded proteins independent of ubiquitin, controls CARD8 activation. In unstressed cells, the 20S proteasome degrades just the NT disordered region, leaving behind the folded ZU5, UPA, and CARD domains to act as an inhibitor of inflammasome assembly. In VbP-stressed cells, the 20S proteasome degrades the entire NT fragment, perhaps due to ZU5 domain unfolding, freeing the CT fragment from autoinhibition. Overall, this work shows that the susceptibility of the CARD8 NT to 20S proteasome-mediated degradation controls inflammasome activation.

Pathogen-related signals induce a number of cytosolic pattern-recognition receptors (PRRs) to form canonical inflammasomes, which activate pro-caspase-1 and trigger pyroptotic cell death. All well-studied PRRs oligomerize with the pro-caspase-1-adapter protein ASC to generate a single large structure in the cytosol, which induces the autoproteolysis and activation of the pro-caspase-1 zymogen. However, several PRRs can also directly interact with pro-caspase-1 without ASC, forming much smaller ASC-independent inflammasomes. It is currently thought that pro-caspase-1 autoproteolysis does not occur during, and is not required for, ASC-independent inflammasome activation. Here, we show that the related human PRRs NLRP1 and CARD8 exclusively form ASC-dependent and ASC-independent inflammasomes, respectively, identifying CARD8 as the first PRR that cannot form an ASC-containing signaling platform. Despite their different structures, we discovered that both the NLRP1 and CARD8 inflammasomes require pro-caspase-1 autoproteolysis between the small and large catalytic subunits to induce pyroptosis. Thus, pro-caspase-1 self-cleavage is an obligate regulatory step in the activation of human canonical inflammasomes.