CMTM6 maintains PD-L1 at the plasma membrane by inhibiting its lysosome-mediated degradation and promoting its recycling. Understanding the molecular regulation of programmed death-1 ligand 1 (PD-L1) expression could help to explain the success of certain anti-tumour therapies that disrupt PD-L1-mediated tumour tolerance. Mark Dawson and colleagues identify a novel regulator of PD-L1 expression, CMTM6, through a genome-wide CRISPR–Cas9 screen. CMTM6 functions to maintain PD-L1 at the plasma membrane by inhibiting its lysosome-mediated degradation and promoting its recycling. Elsewhere in this issue, Ton Schumacher and colleagues describe a haploid genetic screen to identify molecules and pathways that influence the cell surface expression of PD-L1. They also identify chemokine-like factors CMTM6 and CMTM4 as cell endogenous regulators of PD-L1 stability, and suggest that this axis could be targeted therapeutically to improve cancer immunotherapy. Cancer cells exploit the expression of the programmed death-1 (PD-1) ligand 1 (PD-L1) to subvert T-cell-mediated immunosurveillance1,2. The success of therapies that disrupt PD-L1-mediated tumour tolerance has highlighted the need to understand the molecular regulation of PD-L1 expression1. Here we identify the uncharacterized protein CMTM6 as a critical regulator of PD-L1 in a broad range of cancer cells, by using a genome-wide CRISPR–Cas9 screen. CMTM6 is a ubiquitously expressed protein that binds PD-L1 and maintains its cell surface expression. CMTM6 is not required for PD-L1 maturation but co-localizes with PD-L1 at the plasma membrane and in recycling endosomes, where it prevents PD-L1 from being targeted for lysosome-mediated degradation. Using a quantitative approach to profile the entire plasma membrane proteome, we find that CMTM6 displays specificity for PD-L1. Notably, CMTM6 depletion decreases PD-L1 without compromising cell surface expression of MHC class I. CMTM6 depletion, via the reduction of PD-L1, significantly alleviates the suppression of tumour-specific T cell activity in vitro and in vivo. These findings provide insights into the biology of PD-L1 regulation, identify a previously unrecognized master regulator of this critical immune checkpoint and highlight a potential therapeutic target to overcome immune evasion by tumour cells.

Bromodomain and extra terminal protein (BET) inhibitors are first-in-class targeted therapies that deliver a new therapeutic opportunity by directly targeting bromodomain proteins that bind acetylated chromatin marks. Early clinical trials have shown promise, especially in acute myeloid leukaemia, and therefore the evaluation of resistance mechanisms is crucial to optimize the clinical efficacy of these drugs. Here we use primary mouse haematopoietic stem and progenitor cells immortalized with the fusion protein MLL-AF9 to generate several single-cell clones that demonstrate resistance, in vitro and in vivo, to the prototypical BET inhibitor, I-BET. Resistance to I-BET confers cross-resistance to chemically distinct BET inhibitors such as JQ1, as well as resistance to genetic knockdown of BET proteins. Resistance is not mediated through increased drug efflux or metabolism, but is shown to emerge from leukaemia stem cells both ex vivo and in vivo. Chromatin-bound BRD4 is globally reduced in resistant cells, whereas the expression of key target genes such as Myc remains unaltered, highlighting the existence of alternative mechanisms to regulate transcription. We demonstrate that resistance to BET inhibitors, in human and mouse leukaemia cells, is in part a consequence of increased Wnt/β-catenin signalling, and negative regulation of this pathway results in restoration of sensitivity to I-BET in vitro and in vivo. Together, these findings provide new insights into the biology of acute myeloid leukaemia, highlight potential therapeutic limitations of BET inhibitors, and identify strategies that may enhance the clinical utility of these unique targeted therapies.

The aim of this study was to assess potential candidate gene regions and corresponding universal primer pairs as secondary DNA barcodes for the fungal kingdom, additional to ITS rDNA as primary barcode. Amplification efficiencies of 14 (partially) universal primer pairs targeting eight genetic markers were tested across > 1 500 species (1 931 strains or specimens) and the outcomes of almost twenty thousand (19 577) polymerase chain reactions were evaluated. We tested several well-known primer pairs that amplify: i) sections of the nuclear ribosomal RNA gene large subunit (D1-D2 domains of 26/28S); ii) the complete internal transcribed spacer region (ITS1/2); iii) partial β -tubulin II (TUB2); iv) γ-actin (ACT); v) translation elongation factor 1-α (TEF1α); and vi) the second largest subunit of RNA-polymerase II (partial RPB2, section 5-6). Their PCR efficiencies were compared with novel candidate primers corresponding to: i) the fungal-specific translation elongation factor 3 (TEF3); ii) a small ribosomal protein necessary for t-RNA docking; iii) the 60S L10 (L1) RP; iv) DNA topoisomerase I (TOPI); v) phosphoglycerate kinase (PGK); vi) hypothetical protein LNS2; and vii) alternative sections of TEF1α. Results showed that several gene sections are accessible to universal primers (or primers universal for phyla) yielding a single PCR-product. Barcode gap and multi-dimensional scaling analyses revealed that some of the tested candidate markers have universal properties providing adequate infra- and inter-specific variation that make them attractive barcodes for species identification. Among these gene sections, a novel high fidelity primer pair for TEF1α, already widely used as a phylogenetic marker in mycology, has potential as a supplementary DNA barcode with superior resolution to ITS. Both TOPI and PGK show promise for the Ascomycota, while TOPI and LNS2 are attractive for the Pucciniomycotina, for which universal primers for ribosomal subunits often fail.

Loss of MHC class I (MHC-I) antigen presentation in cancer cells can elicit immunotherapy resistance. A genome-wide CRISPR/Cas9 screen identified an evolutionarily conserved function of polycomb repressive complex 2 (PRC2) that mediates coordinated transcriptional silencing of the MHC-I antigen processing pathway (MHC-I APP), promoting evasion of T cell-mediated immunity. MHC-I APP gene promoters in MHC-I low cancers harbor bivalent activating H3K4me3 and repressive H3K27me3 histone modifications, silencing basal MHC-I expression and restricting cytokine-induced upregulation. Bivalent chromatin at MHC-I APP genes is a normal developmental process active in embryonic stem cells and maintained during neural progenitor differentiation. This physiological MHC-I silencing highlights a conserved mechanism by which cancers arising from these primitive tissues exploit PRC2 activity to enable immune evasion.

Abstract Transcription factors use DNA binding domains to recognise specific sequences and transactivation domains to recruit the cofactor proteins necessary for transcription. However, how specific cofactors contribute to transactivation at different genes remains unclear. Here, we couple Gal4-transactivation assays with comparative CRISPR-Cas9 screens to identify the cofactors required by nine different transcription factors and nine different core promoters in human cells. We classify cofactors as ubiquitous or specific, discover novel transcriptional co-dependencies and demonstrate that submodules within large co-activator complexes, such as the tail 2 and kinase modules of Mediator, facilitate transcriptional elongation. Rather than displaying discrete mechanisms of action, we discover that each TF requires a unique combination of cofactors, which influence its ability to potentiate distinct steps in the transcriptional process. Our findings help reconcile models of cofactor-promoter compatibility by demonstrating that transcription at different classes of promoters is constrained by either initiation or pause release. These differences dictate cofactor compatibility and the dynamic range of gene expression. Overall, our screens provide insight into TF-cofactor relationships and their ability to potentiate different steps in transcription at different classes of promoters.

B-cell development is initiated by the stepwise differentiation of hematopoietic stem cells into lineage committed progenitors, ultimately generating the mature B-cells that mediate protective immunity. This highly regulated process also generates clonal immunological diversity via recombination of immunoglobulin genes. While several transcription factors that control B-cell development and V(D)J recombination have been defined, how these processes are initiated and coordinated into a precise regulatory network remains poorly understood. Here, we show that the transcription factor ETS Related Gene (Erg) is essential for the earliest steps in B-cell differentiation. Erg initiates a transcriptional network involving the B-cell lineage defining genes, Ebf1 and Pax5 , that directly promotes the expression of key genes involved in V(D)J recombination and formation of the B-cell receptor. Complementation of the Erg-deficiency with a productively rearranged immunoglobulin gene rescued B-cell development, demonstrating that Erg is an essential and exquisitely stage specific regulator of the gene regulatory network controlling B-lymphopoiesis.

Summary The regulation of all chromatin-templated processes involves the selective recruitment of chromatin factors to facilitate DNA repair, replication, and transcription. Chromatin immunoprecipitation (ChIP) is a critical experimental method used to provide spatiotemporal evidence for the coordination of these chromatin-based events including the dynamic regulation of chromatin modifications at cis-regulatory elements. However, obtaining a global appreciation of all the factors that influence a specific chromatin event has remained challenging. Here, as a proof of concept we demonstrate the utility of coupling unbiased functional genomics with ChIP to identify the factors associated with active transcription. Specifically, we use this method to identify the major chromatin factors associated with the catalysis of two evolutionarily conserved histone modifications; H3K4me3 present at the transcriptional start site and H3K79me2 present through the gene body of actively transcribed genes. With CRISPR-ChIP, we identify all the non-redundant COMPASS complex members required for H3K4me3 and demonstrate that RNA polymerase II is dispensable for the maintenance of H3K4me3. As H3K79me2 has a putative oncogenic function in leukaemia cells driven by MLL-translocations, using CRISPR-ChIP we reveal a functional partitioning of H3K79 methylation into two distinct regulatory units. An oncogenic DOT1L complex, where the malignant driver directs the catalytic activity of DOT1L at MLL-Fusion target genes and a separate endogenous DOT1L complex, where catalytic activity is directed by MLLT10. This functional demarcation provides an explanation for the observed synergy with Menin and DOT1L inhibitors and why Menin inhibition surprisingly controls methylation of H3K79 at a critical subset of genes that sustain MLL-fusion leukaemia. Overall, CRISPR-ChIP provides a powerful tool for the unbiased interrogation of the mechanisms underpinning chromatin regulation.