Animal experiments have contributed much to our understanding of mechanisms of disease, but their value in predicting the effectiveness of treatment strategies in clinical trials has remained controversial [1-3].In fact, clinical trials are essential because animal studies do not predict with sufficient certainty what will happen in humans.In a review of animal studies published in seven leading scientific journals of high impact, about one-third of the studies translated at the level of human randomised trials, and one-tenth of the interventions, were subsequently approved for use in patients [1].However, these were studies of high impact (median citation count, 889), and less frequently cited animal research probably has a lower likelihood of translation to the clinic.Depending on one's perspective, this attrition rate of 90% may be viewed as either a failure or as a success, but it serves to illustrate the magnitude of the difficulties in translation that beset even findings of high impact.Recent examples of therapies that failed in large randomised clinical trials despite substantial reported benefit in a range of animal studies include enteral probiotics for the prevention of infectious complications of acute pancreatitis, NXY-059 for acute ischemic stroke, and a range of strategies to reduce lethal reperfusion injury in patients with acute myocardial infarction [4][5][6][7].In animal models of acute ischemic stroke, about 500 ''neuroprotective'' treatment strategies have been reported to improve outcome, but only aspirin and very early intravenous thrombolysis with alteplase (recombinant tissueplasminogen activator) have proved effec-tive in patients, despite numerous clinical trials of other treatment strategies [8,9].Research in Translation discusses health interventions in the context of translation from basic to clinical research, or from clinical evidence to practice.

Nigrostriatal dopaminergic neurons undergo sprouting around the margins of a striatal wound. The mechanism of this periwound sprouting has been unclear. In this study, we have examined the role played by the macrophage and microglial response that follows striatal injury. Macrophages and activated microglia quickly accumulate after injury and reach their greatest numbers in the first week. Subsequently, the number of both cell types declines rapidly in the first month and thereafter more slowly. Macrophage numbers eventually cease to decline, and a sizable group of these cells remains at the wound site and forms a long-term, highly activated resident population. This population of macrophages expresses increasing amounts of glial cell line-derived neurotrophic factor mRNA with time. Brain-derived neurotrophic factor mRNA is also expressed in and around the wound site. Production of this factor is by both activated microglia and, to a lesser extent, macrophages. The production of these potent dopaminergic neurotrophic factors occurs in a similar spatial distribution to sprouting dopaminergic fibers. Moreover, dopamine transporter-positive dopaminergic neurites can be seen growing toward and embracing hemosiderin-filled wound macrophages. The dopaminergic sprouting that accompanies striatal injury thus appears to result from neurotrophic factor secretion by activated macrophages and microglia at the wound site.

Brain-derived neurotrophic factor (BDNF) has potent effects on survival and morphology of dopaminergic neurons and thus its loss could contribute to death of these cells in Parkinson's disease (PD). In situ hybridization revealed that BDNF mRNA is strongly expressed by dopaminergic neurons in control substantia nigra pars compacta (SNpc). In clinically and neuropathologically typical PD, SNpc BDNF mRNA expression is reduced by 70% (P = 0.001). This reduction is due, in part, to loss of dopaminergic neurons which express BDNF. However, surviving dopaminergic neurons in the PD SNpc also expressed less BDNF mRNA (20%, P = 0.02) than their normal counterparts. Moreover, while 15% of control neurons had BDNF mRNA expression >1 SD below the control mean, twice as many (28%) of the surviving PD SNpc dopaminergic neurons had BDNF mRNA expression below this value. This 13% difference in proportions (95% CI 8–17%, P ≤ 0.000001) indicates the presence of a subset of neurons in PD with particularly low BDNF mRNA expression. Moreover, both control and PD neurons displayed a direct relationship between the density of BDNF mRNA expression per square micrometer of cell surface and neuronal size (r2 = 0.93, P ≤ 0.00001) which was lost only in PD neurons expressing the lowest levels of BDNF mRNA. If BDNF is an autocrine/paracrine factor for SNpc dopaminergic neurons, loss of BDNF-expressing neurons may compromise the well-being of their surviving neighbors. Moreover, neurons expressing particularly low levels of BDNF mRNA may be those at greatest risk of injury in PD and possibly the trigger for the degeneration itself.

Spotting off-targets from gene editing Unintended genomic modifications limit the potential therapeutic use of gene-editing tools. Available methods to find off-targets generally do not work in vivo or detect single-nucleotide changes. Three papers in this issue report new methods for monitoring gene-editing tools in vivo (see the Perspective by Kempton and Qi). Wienert et al. followed the recruitment of a DNA repair protein to DNA breaks induced by CRISPR-Cas9, enabling unbiased detection of off-target editing in cellular and animal models. Zuo et al. identified off-targets without the interference of natural genetic heterogeneity by injecting base editors into one blastomere of a two-cell mouse embryo and leaving the other genetically identical blastomere unedited. Jin et al. performed whole-genome sequencing on individual, genome-edited rice plants to identify unintended mutations. Cytosine, but not adenine, base editors induced numerous single-nucleotide variants in both mouse and rice. Science , this issue p. 286 , p. 289 , p. 292 ; see also p. 234

CRISPR-Cas genome-editing nucleases hold substantial promise for human therapeutics 1–5 but identifying unwanted off-target mutations remains an important requirement for clinical translation 6, 7 . For ex vivo therapeutic applications, previously published cell-based genome-wide methods provide potentially useful strategies to identify and quantify these off-target mutation sites 8–12 . However, a well-validated method that can reliably identify off-targets in vivo has not been described to date, leaving the question of whether and how frequently these types of mutations occur. Here we describe Verification of In Vivo Off-targets (VIVO) , a highly sensitive, unbiased, and generalizable strategy that we show can robustly identify genome-wide CRISPR-Cas nuclease off-target effects in vivo . To our knowledge, these studies provide the first demonstration that CRISPR-Cas nucleases can induce substantial off-target mutations in vivo , a result we obtained using a deliberately promiscuous guide RNA (gRNA) . More importantly, we used VIVO to show that appropriately designed gRNAs can direct efficient in vivo editing without inducing detectable off-target mutations. Our findings provide strong support for and should encourage further development of in vivo genome editing therapeutic strategies.

The CRISPR-Cas9 system has increased the speed and precision of genetic editing in cells and animals. However, model generation for drug development is still expensive and time-consuming, demanding more target flexibility and faster turnaround times with high reproducibility. We have generated a tightly controlled ObLiGaRe doxycycline inducible SpCas9 (ODInCas9) transgene. Targeted ObLiGaRe resulted in functional integration into both human and mouse cells culminating in the generation of the ODInCas9 mouse. Genomic editing can be performed in cells of various tissue origins without any detectable gene editing in the absence of doxycycline. Somatic in vivo editing can model non-small cell lung cancer (NSCLC) adenocarcinomas, enabling treatment studies to validate the efficacy of candidate drugs. The ODInCas9 mouse can be utilized for robust and tunable genome editing allowing for flexibility, speed and uniformity at reduced cost, leading to high throughput and practical preclinical in vivo therapeutic testing.

Genome editing using nucleases such as CRISPR-Cas induces programmable DNA damage at a target genomic site but can also affect off-target sites. Here, we develop a powerful, sensitive assay for the unbiased identification of off-target sites that we term DISCOVER-Seq. This approach takes advantage of the recruitment of endogenous DNA repair factors for genome-wide identification of Cas-induced double-strand breaks. One such factor, MRE11, is recruited precisely to double-strand breaks, enabling molecular characterization of nuclease cut sites with single-base resolution. DISCOVER-Seq detects off-targets in cellular models and in vivo upon adenoviral gene editing of mouse livers, paving the way for real-time off-target discovery during therapeutic gene editing. DISCOVER-Seq is furthermore applicable to multiple types of Cas nucleases and provides an unprecedented view of events that precede repair of the affected sites.