RNA-DEPENDENT RNA POLYMERASE 6 (RDR6) is a key RNA silencing factor initially characterized in transgene silencing and virus resistance. This enzyme also contributes to the biosynthesis of endogenous short interfering RNAs (siRNAs) from non-coding RNAs, transposable elements and protein-coding transcripts. One class of protein-coding transcripts that have recently emerged as major sources of RDR6-dependent siRNAs are nucleotide-binding leucine-rich repeat (NB-LRR) proteins, a family of immune-receptors that perceive specific pathogen effector proteins and mount Effector-Triggered Immunity (ETI). Nevertheless, the dynamic post-transcriptional control of NB-LRR transcripts during the plant immune response and the functional relevance of NB-LRRs in signaling events triggered by Pathogen-Associated Molecular Patterns (PAMPs) remain elusive. Here, we show that PTI is constitutive and sensitized in the Arabidopsis rdr6 loss-of-function mutant, implicating RDR6 as a novel negative regulator of PTI. Accordingly, rdr6 mutant exhibits enhanced basal resistance towards a virulent Pseudomonas syringae strain. We further provide evidence that dozens of CC-NB-LRRs (CNLs), including the functionally characterized RPS5 gene, are post-transcriptionally controlled by RDR6 both constitutively and during PTI. These CNL transcripts are also regulated by the Arabidopsis microRNA miR472 and knock-down of this miRNA recapitulates the PTI and basal resistance phenotypes observed in the rdr6 mutant background. Furthermore, both miR472 and rdr6 mutants were more resistant to Pto DC3000 expressing AvrPphB, a bacterial effector recognized by the disease resistance protein RPS5, whereas transgenic plants overexpressing miR472 were more susceptible to this bacterial strain. Finally, we show that the enhanced basal and RPS5-mediated resistance phenotypes observed in the rdr6 mutant are dependent on the proper chaperoning of NB-LRR proteins, and might therefore be due to the enhanced accumulation of CNL proteins whose cognate mRNAs are no longer controlled by RDR6-dependent siRNAs. Altogether, this study supports a model whereby the miR472- and RDR6-mediated silencing pathway represents a key regulatory checkpoint modulating both PTI and ETI responses through the post-transcriptional control of disease resistance genes.

Pseudomonas syringae type-III effectors were previously found to suppress the Arabidopsis miRNA pathway through elusive mechanisms. Here, we first show that HopT1-1 effector promotes pathogenicity by suppressing the Arabidopsis AGO1-dependent microRNA (miRNA) pathway. We further demonstrate that HopT1-1 interacts with, and suppresses the activity of, AGO1 through conserved glycine/tryptophan-(GW) motifs. HopT1-1 dampens PAMP-Triggered-Immunity (PTI) in a GW-dependent manner and its presence mimics the impaired PTI responses, which were also observed in ago1 mutants. In addition, the silencing suppression activity of HopT1-1 induces Effector-Triggered-Immunity (ETI), which is correlated with an over-accumulation of silencing factors that are controlled by miRNAs, including AGO1. Remarkably, alleviating miR168-directed silencing of AGO1 was sufficient to trigger an ETI-like response, orchestrated by typical disease resistance-immune signaling factors, suggesting that HopT1-1-induced perturbation of AGO1 homeostasis is a trigger of ETI activation. In summary, this study reports for the first time a strategy used by a bacterial effector to directly target an AGO protein and on how plants perceive its silencing suppression activity to trigger a host counter-counter defense.

Plant small RNAs (sRNAs) and/or double-stranded RNAs (dsRNAs) trigger RNA interference (RNAi) in interacting eukaryotic pathogens or parasites. However, it is unknown whether this phenomenon could operate in bacterial phytopathogens, which lack a eukaryoticlike RNAi machinery. Here, we first show that Arabidopsis-encoded inverted repeat transgenes trigger silencing of Pseudomonas syringae heterologous reporter and endogenous virulence-associated genes during infection. Antibacterial Gene Silencing (AGS) of the latter was associated with a reduced pathogenesis, which was also observed upon application of corresponding plant-derived RNAs onto wild-type plants prior to infection. We additionally demonstrate that sRNAs directed against virulence factor transcripts were causal for silencing and pathogenesis reduction, while cognate long dsRNAs were inactive. Overall, this study provides the first evidence that plant sRNAs can directly reprogram gene expression in a phytopathogenic bacterium and may have wider implications in the understanding of how plants regulate transcriptome, community composition and genome evolution of associated bacteria.