Post-acute sequelae of COVID-19 (PASC) represent an emerging global crisis. However, quantifiable risk factors for PASC and their biological associations are poorly resolved. We executed a deep multi-omic, longitudinal investigation of 309 COVID-19 patients from initial diagnosis to convalescence (2-3 months later), integrated with clinical data and patient-reported symptoms. We resolved four PASC-anticipating risk factors at the time of initial COVID-19 diagnosis: type 2 diabetes, SARS-CoV-2 RNAemia, Epstein-Barr virus viremia, and specific auto-antibodies. In patients with gastrointestinal PASC, SARS-CoV-2-specific and CMV-specific CD8+ T cells exhibited unique dynamics during recovery from COVID-19. Analysis of symptom-associated immunological signatures revealed coordinated immunity polarization into four endotypes, exhibiting divergent acute severity and PASC. We find that immunological associations between PASC factors diminish over time, leading to distinct convalescent immune states. Detectability of most PASC factors at COVID-19 diagnosis emphasizes the importance of early disease measurements for understanding emergent chronic conditions and suggests PASC treatment strategies.

We present an integrated analysis of the clinical measurements, immune cells, and plasma multi-omics of 139 COVID-19 patients representing all levels of disease severity, from serial blood draws collected during the first week of infection following diagnosis. We identify a major shift between mild and moderate disease, at which point elevated inflammatory signaling is accompanied by the loss of specific classes of metabolites and metabolic processes. Within this stressed plasma environment at moderate disease, multiple unusual immune cell phenotypes emerge and amplify with increasing disease severity. We condensed over 120,000 immune features into a single axis to capture how different immune cell classes coordinate in response to SARS-CoV-2. This immune-response axis independently aligns with the major plasma composition changes, with clinical metrics of blood clotting, and with the sharp transition between mild and moderate disease. This study suggests that moderate disease may provide the most effective setting for therapeutic intervention.

Lung epithelial and endothelial cell damage and defective lung tissue repair contribute to fatal COVID-19.

Host immune responses play central roles in controlling SARS-CoV2 infection, yet remain incompletely characterized and understood. Here, we present a comprehensive immune response map spanning 454 proteins and 847 metabolites in plasma integrated with single-cell multi-omic assays of PBMCs in which whole transcriptome, 192 surface proteins, and T and B cell receptor sequence were co-analyzed within the context of clinical measures from 50 COVID19 patient samples. Our study reveals novel cellular subpopulations, such as proliferative exhausted CD8 + and CD4 + T cells, and cytotoxic CD4 + T cells, that may be features of severe COVID-19 infection. We condensed over 1 million immune features into a single immune response axis that independently aligns with many clinical features and is also strongly associated with disease severity. Our study represents an important resource towards understanding the heterogeneous immune responses of COVID-19 patients and may provide key information for informing therapeutic development.

Abstract The physical and molecular heterogeneity of extracellular vesicles (EVs) confounds bulk biomarker characterization, thus encouraging the development of novel assays capable of profiling EVs at a single-vesicle resolution. Here, we present a single EV (siEV) protein and RNA assay ( siEV PRA) to simultaneously detect proteins, messenger RNAs (mRNAs), and microRNAs (miRNAs) in siEVs. The siEV PRA consists of an array of microdomains embedded on a polyethylene glycol (PEG)-coated glass surface produced via UV photopatterning, functionalized with antibodies to target siEV subpopulations. Fluorescently labeled antibodies and RNA-targeting molecular beacons (MBs) were used to generate signals for proteins, mRNAs, and miRNAs on siEVs detected by total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM), outperforming the sensitivities of ELISA and PCR by three orders of magnitude. Using the siEV PRA, we analyzed EVs harvested from glioblastoma (GBM) cell lines and demonstrated vesicular heterogeneity in protein, mRNA, and miRNA expression through colocalization analyses, and validated the results by bulk RNA sequencing. We further demonstrated the clinical utility of the siEV PRA by detecting different mRNAs and miRNAs associated with GBM in patient samples. Together, these results indicate that the siEV PRA provides an effective platform to investigate the heterogeneity of proteins and RNAs in subpopulations of EVs.

Virion-mediated outbreaks are imminent and despite rapid responses, continue to cause adverse symptoms and death. Therefore, tunable, sensitive, high-throughput assays are needed to help diagnose future virion-mediated outbreaks. Herein, it is developed a tunable in situ assay to selectively enrich virions and extracellular vesicles (EVs) and simultaneously detect antigens and nucleic acids at a single-particle resolution. The Biochip Antigen and RNA Assay (BARA) enhanced sensitivities compared to quantitative reverse-transcription polymerase chain reaction (qRT-PCR), enabling the detection of virions in asymptomatic patients, genetic mutations in single virions, and enabling the continued long-term expression of viral RNA in the EV-enriched subpopulation in the plasma of patients with post-acute sequelae of the coronavirus disease of 2019 (COVID-19). BARA revealed highly accurate diagnoses of COVID-19 by simultaneously detecting the spike glycoprotein and nucleocapsid-encoding RNA in saliva and nasopharyngeal swab samples. Altogether, the single-particle detection of antigens and viral RNA provides a tunable framework for the diagnosis, monitoring, and mutation screening of current and future outbreaks.