The generation of induced pluripotent stem (iPS) cells has enabled the derivation of patient-specific pluripotent cells and provided valuable experimental platforms to model human disease. Patient-specific iPS cells are also thought to hold great therapeutic potential, although direct evidence for this is still lacking. Here we show that, on correction of the genetic defect, somatic cells from Fanconi anaemia patients can be reprogrammed to pluripotency to generate patient-specific iPS cells. These cell lines appear indistinguishable from human embryonic stem cells and iPS cells from healthy individuals. Most importantly, we show that corrected Fanconi-anaemia-specific iPS cells can give rise to haematopoietic progenitors of the myeloid and erythroid lineages that are phenotypically normal, that is, disease-free. These data offer proof-of-concept that iPS cell technology can be used for the generation of disease-corrected, patient-specific cells with potential value for cell therapy applications. The feasibility of deriving patient-specific iPS cells and their value as experimental models for specific diseases were reported almost a year ago. Patient-specific iPS cells are also thought to have great therapeutic potential, though direct evidence was lacking. Raya et al. now show that iPS cells from Fanconi anaemia patients can, after correction of the genetic defect, be reprogrammed to generate patient-specific iPS cells that can give rise to disease-free haematopoietic progenitors of myeloid and erythroid lineages. These cells have potential value for cell therapy. The generation of patient-specific induced pluripotent stem cells (iPS cells) is thought to hold great therapeutic potential. Here, somatic cells from Fanconi anaemia patients are reprogrammed to pluripotency after correction of the genetic defect, generating patient-specific iPS cells.

At the Washington "2nd International Workshop on Genotoxicity Testing" (25-26 March 1999) current methodologies and data for the in vitro micronucleus test were reviewed. As a result, guidelines for the conduct of specific aspects of the protocol were developed. Agreement was achieved on the following topics: choice of cells, slide preparation, analysis of micronuclei, toxicity, use of cytochalasin-B, number of doses, and treatment/harvest times [Environ. Mol. Mutagen. 35 (2000) 167]. Because there were a number of important in vitro micronucleus validation studies in progress, it was not possible to design a definitive, internationally harmonized protocol at that time. These studies have now been completed and the data were reviewed at the Plymouth "3rd International Workshop on Genotoxicity Testing" (28-29 June 2002). Data from studies coordinated by the French Society of Genetic Toxicology, Japanese collaborative studies, European pharmaceutical industry validation studies, along with data from Lilly Research Laboratories were used to prepare conclusions on the main aspects of the in vitro micronucleus protocol. In this paper, the consensus agreements on the protocol for performing the in vitro micronucleus assay are presented. The major recommendations concern: 1. Demonstration of cell proliferation: both cell lines and lymphocytes can be used, but demonstration of cell proliferation in both control and treated cells is compulsory for the acceptance of the test. 2. Assessment of toxicity and dose range finding: assessment of toxicity should be performed by determining cell proliferation, e.g. increased cell counts (CC) or population doubling (PD) without cytochalasin-B, or e.g. cytokinesis-block proliferation index with cytochalasin-B; and by determining other markers for cytotoxicity (confluency, apoptosis, necrosis) which can provide valuable additional information. 3. Treatment schedules for cell lines and lymphocytes. 4. Choice of positive controls: without S9-mix both a clastogen (e.g. mitomycin C or bleomycin) and an aneugen (e.g. colchicine) should be included as positive controls and a clastogen that requires S9 for activity when S9-mix is used (e.g. dimethylnitrosamine, or cyclophosphamide in those cell types that cannot activate this agent directly). 5. Duplicate cultures and number of cells to be scored. 6. Repeat experiments: in lymphocytes, for each experiment blood from 2 different healthy young and non-smoking donors should be compared. In cell lines, the experiments need only to be repeated if the first one is negative. 7.statistical significance should not be the sole factor for determining positive results. Biological meaning should serve as a guideline. Examples of statistical analyses are given.

Five pyrethroid insecticides: cypermethrin, deltamethrin, fenpropathrin, fenvalerate and permethrin, were tested for their ability to induce micronuclie in both whole-blood (WB; three donors) and isolated human lymphocyte (IL, 2 donors) cultures, by using the cytokinesis-block method with 6 μg/ml cytochalasin B (Cyt-B). Fenvalerate and permethrin were tested with two different concentrations of Cyt-B(3 and 6 μg/ml). At the concentration ranges tested, all the five pyrethroids induced clear dose dependent cytotoxic effects, fenpropathrin being the most toxic. Nuclear division index (NDI) and the newly introduced index of cytotoxicity, the cytokinesis block proliferation index (CBPI), reflected the dose dependency more accurately than the percentage of binucleated cells did. CBPI is similar to NDI except that it estimates the average number of cell divisions that the cell population has gone through, and, therefore, classifies both trinucleate and tetranucleate cells into the same category. Cypermethrin and fenpropathrin slightly increased the number of MN and micronucleated cells in WB lymphocyte cultures from two out of the three donors. Deltamethrin produced a positive response only in WB cultures of one donor and in IL cultures of another donor. Permethrin gave mostly negative results, although it increased the MN frequency in WB cultures of one donor when 6 μg/ml Cyt-B was used. Fenvalerate did not significantly induce MN. With certain reservations to the purity and isomer composition of each pesticide, the existing information appears to support the idea that pyrethroid insecticides have a weak (cypermethrin, deltamethrin and fenpropathrin) or nule (fenvalerate and permethrin) genotoxic activity in vitro.

Abstract Fanconi anemia (FA) is a DNA repair disorder resulting from mutations in genes encoding for FA DNA repair complex components and is characterized by variable congenital abnormalities, bone marrow failure (BMF), and high incidences of malignancies. FA mosaicism arises from reversion or other compensatory mutations in hematopoietic cells and may be associated with BMF reversal and decreased blood cell sensitivity to DNA-damaging agents (clastogens); this sensitivity is a phenotypic and diagnostic hallmark of FA. Uncertainty regarding the clinical significance of FA mosaicism persists; in some cases, patients have survived multiple decades without BMF or hematologic malignancy, and in others hematologic failure occurred despite the presence of clastogen-resistant cell populations. Assessment of mosaicism is further complicated because clinical evaluation is frequently based on clastogen resistance in lymphocytes, which may arise from reversion events both in lymphoid-specific lineages and in more pluripotent hematopoietic stem/progenitor cells (HSPCs). In this review, we describe diagnostic methods and outcomes in published mosaicism series, including the substantial intervals (1–6 years) over which blood counts normalized, and the relatively favorable clinical course in cases where clastogen resistance was demonstrated in bone marrow progenitors. We also analyzed published FA mosaic cases with emphasis on long-term clinical outcomes when blood count normalization was identified. Blood count normalization in FA mosaicism likely arises from reversion events in long-term primitive HSPCs and is associated with low incidences of BMF or hematologic malignancy. These observations have ramifications for current investigational therapeutic programs in FA intended to enable gene correction in long-term repopulating HSPCs.

Fanconi anemia (FA), a model syndrome of genome instability, is caused by a deficiency in DNA interstrand crosslink (ICL) repair resulting in chromosome breakage 1–3 . The FA repair pathway comprises at least 22 FANC proteins including BRCA1 and BRCA2 4–6 , and protects against carcinogenic endogenous and exogenous aldehydes 7–10 . Individuals with FA are hundreds to thousands-fold more likely to develop head and neck (HNSCC), esophageal and anogenital squamous cell carcinomas (SCCs) with a median onset age of 31 years 11 . The aggressive nature of these tumors and poor patient tolerance of platinum and radiation-based therapy have been associated with short survival in FA 11–16 . Molecular studies of SCCs from individuals with FA (FA SCCs) have been limited, and it is unclear how they relate to sporadic HNSCCs primarily driven by tobacco and alcohol exposure or human papillomavirus (HPV) infection 17 . Here, by sequencing FA SCCs, we demonstrate that the primary genomic signature of FA-deficiency is the presence of a high number of structural variants (SVs). SVs are enriched for small deletions, unbalanced translocations, and fold-back inversions that arise in the context of TP53 loss. The SV breakpoints preferentially localize to early replicating regions, common fragile sites, tandem repeats, and SINE elements. SVs are often connected forming complex rearrangements. Resultant genomic instability underlies elevated copy number alteration (CNA) rates of key HNSCC-associated genes, including PIK3CA, MYC, CSMD1, PTPRD, YAP1, MXD4, and EGFR. In contrast to sporadic HNSCC, we find no evidence of HPV infection in FA HNSCC, although positive cases were identified in gynecologic tumors. A murine allograft model of FA pathway-deficient SCC was enriched in SVs, exhibited dramatic tumor growth advantage, more rapid epithelial-to-mesenchymal transition (EMT), and enhanced autonomous inflammatory signaling when compared to an FA pathway-proficient model. In light of the protective role of the FA pathway against SV formation uncovered here, and recent findings of FA pathway insufficiency in the setting of increased formaldehyde load resulting in hematopoietic stem cell failure and carcinogenesis 18–20 , we propose that high copy-number instability in sporadic HNSCC may result from functional overload of the FA pathway by endogenous and exogenous DNA crosslinking agents. Our work lays the foundation for improved FA patient treatment and demonstrates that FA SCC is a powerful model to study tumorigenesis resulting from DNA crosslinking damage.

ABSTRACT Fanconi anemia (FA) patients frequently develop oral squamous cell carcinoma (OSCC). This cancer in FA patients is diagnosed within the first 3-4 decades of life, very often preceded by lesions that suffer a malignant transformation. In addition, they respond poorly to current treatments due to toxicity or multiple recurrences. Translational research of new chemopreventive agents and therapeutic strategies has been unsuccessful partly due to scarcity of disease models or failure to fully reproduce the disease. Here we report that Fanca gene knockout mice (Fanca-/-) frequently display pre-malignant lesions in the oral cavity. Moreover, when these animals were crossed with animals having conditional deletion of Trp53 gene in oral mucosa ( K14cre ; Trp53 F2-10/F2-10 ), they spontaneously developed OSCC with a high penetrance and a median latency of less than ten months. Tumors were well differentiated and expressed markers of squamous differentiation, such as keratins K5 and K10. In conclusion, Fanca and Trp53 genes cooperate to suppress oral cancer in mice, and Fanca -/- ;K14cre;Trp53 F2-10/F2-10 mice constitute the first animal model of spontaneous OSCC in FA.

Abstract Fanconi anemia (FA) patients have an exacerbated risk of head and neck squamous cell carcinoma (HNSCC). Treatment is challenging as FA patients display enhanced toxicity to standard treatments, including radio/chemotherapy. Therefore better therapies as well as new disease models are urgently needed. We have used CRISPR/Cas9 editing tools in order to interrupt the human FANCA gene by the generation of insertions/deletions (indels) in exon 4 in two cancer cell lines from sporadic HNSCC having no mutation in FA-genes: CAL27 and CAL33 cells. Our approach allowed efficient editing, subsequent purification of single-cell clones, and Sanger sequencing validation at the edited locus. Clones having frameshift indels in homozygosis did not express FANCA protein and were selected for further analysis. When compared with parental CAL27 and CAL33, FANCA -mutant cell clones displayed a FA-phenotype as they i) are highly sensitive to DNA interstrand crosslink (ICL) agents such as mitomycin C (MMC) or cisplatin, ii) do not monoubiquitinate FANCD2 upon MMC treatment and therefore iii) do not form FANCD2 nuclear foci, and iv) they display increased chromosome fragility and G2 arrest after diepoxybutane (DEB) treatment. These FANCA -mutant clones display similar growth rates as their parental cells. Interestingly, mutant cells acquire phenotypes associated with more aggressive disease, such as increased migration in wound healing assays. Therefore, CAL27 and CAL33 cells with FANCA mutations are phenocopies of FA-HNSCC cells.

The promising ability to genetically modify hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) by precise gene editing remains challenging due to their sensitivity and poor permissiveness. This represents the first evidence of implementing a gene editing strategy in a murine safe harbor locus that phenotypically corrects primary cells derived from a mouse model of Fanconi anemia (FA). By co-delivering TALENs and a donor therapeutic FANCA cassette template to the Mbs85 locus (ortholog of the hAAVS1 safe harbor locus), we achieved efficient gene targeting (23%) in FA mouse embryonic fibroblasts (MEFs). This resulted in the phenotypic correction of these cells, as revealed by the improvement of their hypersensitivity to mitomycinC. Moreover, robust evidence of targeted integration was observed in murine WT and FA-A hematopoietic progenitor cells (HPC) reaching mean targeted integration values of 20.98% and 16.33% respectively, with phenotypic correction of FA HPCs. Overall, our results demonstrate the feasibility of implementing a therapeutic targeted integration strategy in a murine safe harbor locus, such as the Mbs85 gene, of MEFs and murine HPC from a FA mouse model.