Nanoscale mechanical resonators can be used to measure the mass of particles with extraordinarily high resolution down to the zeptogram scale — that's multiples of 10−21 grams. Such astonishing resolution has not been possible in many practical applications such as medical diagnostics or environmental monitoring, where the presence of fluids dampens the mechanical vibrations that make the system work. Now a team from MIT and the Santa Barbara labs of Innovative Micro Technology and Affinity Biosensors has devised an ingenious way around this problem by placing the fluid inside the resonator. Their vacuum-packaged resonator, with the solution with particles of interest held in microfluidic channels, can weigh single nanoparticles and bacteria at subfemtogram (10−15 g) resolution. A vacuum-packaged resonator has been designed that contains the solution with particles of interest inside microfluidic channels. It is demonstrated that this device can weigh single nanoparticles, single bacterial cells and sub-monolayers of proteins adsorbed on the channel walls with sub-femtogram resolution. Nanomechanical resonators enable the measurement of mass with extraordinary sensitivity1,2,3,4,5,6,7. Previously, samples as light as 7 zeptograms (1 zg = 10-21 g) have been weighed in vacuum, and proton-level resolution seems to be within reach8. Resolving small mass changes requires the resonator to be light and to ring at a very pure tone—that is, with a high quality factor9. In solution, viscosity severely degrades both of these characteristics, thus preventing many applications in nanotechnology and the life sciences where fluid is required10. Although the resonant structure can be designed to minimize viscous loss, resolution is still substantially degraded when compared to measurements made in air or vacuum11,12,13,14. An entirely different approach eliminates viscous damping by placing the solution inside a hollow resonator that is surrounded by vacuum15,16. Here we demonstrate that suspended microchannel resonators can weigh single nanoparticles, single bacterial cells and sub-monolayers of adsorbed proteins in water with sub-femtogram resolution (1 Hz bandwidth). Central to these results is our observation that viscous loss due to the fluid is negligible compared to the intrinsic damping of our silicon crystal resonator. The combination of the low resonator mass (100 ng) and high quality factor (15,000) enables an improvement in mass resolution of six orders of magnitude over a high-end commercial quartz crystal microbalance17. This gives access to intriguing applications, such as mass-based flow cytometry, the direct detection of pathogens, or the non-optical sizing and mass density measurement of colloidal particles.

Cells must duplicate their mass in order to proliferate. Glucose and glutamine are the major nutrients consumed by proliferating mammalian cells, but the extent to which these and other nutrients contribute to cell mass is unknown. We quantified the fraction of cell mass derived from different nutrients and found that the majority of carbon mass in cells is derived from other amino acids, which are consumed at much lower rates than glucose and glutamine. While glucose carbon has diverse fates, glutamine contributes most to protein, suggesting that glutamine's ability to replenish tricarboxylic acid cycle intermediates (anaplerosis) is primarily used for amino acid biosynthesis. These findings demonstrate that rates of nutrient consumption are indirectly associated with mass accumulation and suggest that high rates of glucose and glutamine consumption support rapid cell proliferation beyond providing carbon for biosynthesis.

We report the selective and real-time detection of label-free DNA using an electronic readout. Microfabricated silicon field-effect sensors were used to directly monitor the increase in surface charge when DNA hybridizes on the sensor surface. The electrostatic immobilization of probe DNA on a positively charged poly- l -lysine layer allows hybridization at low ionic strength where field-effect sensing is most sensitive. Nanomolar DNA concentrations can be detected within minutes, and a single base mismatch within 12-mer oligonucleotides can be distinguished by using a differential detection technique with two sensors in parallel. The sensors were fabricated by standard silicon microtechnology and show promise for future electronic DNA arrays and rapid characterization of nucleic acid samples. This approach demonstrates the most direct and simple translation of genetic information to microelectronics.

We have fabricated and operated two cantilevers in parallel in a new mode for imaging with the atomic force microscope (AFM). The cantilevers contain both an integrated piezoresistive silicon sensor and an integrated piezoelectric zinc oxide (ZnO) actuator. The integration of sensor and actuator on a single cantilever allows us to simultaneously record two independent AFM images in the constant force mode. The ZnO actuator provides over 4 μm of deflection at low frequencies (dc) and over 30 μm deflection at the first resonant frequency. The piezoresistive element is used to detect the strain and provide the feedback signal for the ZnO actuator.

Cell size varies greatly between cell types, yet within a specific cell type and growth condition, cell size is narrowly distributed. Why maintenance of a cell-type specific cell size is important remains poorly understood. Here we show that growing budding yeast and primary mammalian cells beyond a certain size impairs gene induction, cell-cycle progression, and cell signaling. These defects are due to the inability of large cells to scale nucleic acid and protein biosynthesis in accordance with cell volume increase, which effectively leads to cytoplasm dilution. We further show that loss of scaling beyond a certain critical size is due to DNA becoming limiting. Based on the observation that senescent cells are large and exhibit many of the phenotypes of large cells, we propose that the range of DNA:cytoplasm ratio that supports optimal cell function is limited and that ratios outside these bounds contribute to aging.

A microfluidic device containing a suspended microchannel resonator capable of measuring the mass of microscopic objects with femtogram resolution allows determination of bacteria, yeast and mammalian cell growth rates in less than one cell cycle by repeated measurement of the buoyant mass of single growing cells. We used a suspended microchannel resonator (SMR) combined with picoliter-scale microfluidic control to measure buoyant mass and determine the 'instantaneous' growth rates of individual cells. The SMR measures mass with femtogram precision, allowing rapid determination of the growth rate in a fraction of a complete cell cycle. We found that for individual cells of Bacillus subtilis, Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae and mouse lymphoblasts, heavier cells grew faster than lighter cells.

We have used a microfluidic mass sensor to measure the density of single living cells. By weighing each cell in two fluids of different densities, our technique measures the single-cell mass, volume, and density of approximately 500 cells per hour with a density precision of 0.001 g mL(-1). We observe that the intrinsic cell-to-cell variation in density is nearly 100-fold smaller than the mass or volume variation. As a result, we can measure changes in cell density indicative of cellular processes that would be otherwise undetectable by mass or volume measurements. Here, we demonstrate this with four examples: identifying Plasmodium falciparum malaria-infected erythrocytes in a culture, distinguishing transfused blood cells from a patient's own blood, identifying irreversibly sickled cells in a sickle cell patient, and identifying leukemia cells in the early stages of responding to a drug treatment. These demonstrations suggest that the ability to measure single-cell density will provide valuable insights into cell state for a wide range of biological processes.

Metastasis requires the penetration of cancer cells through tight spaces, which is mediated by the physical properties of the cells as well as their interactions with the confined environment. Various microfluidic approaches have been devised to mimic traversal in vitro by measuring the time required for cells to pass through a constriction. Although a cell's passage time is expected to depend on its deformability, measurements from existing approaches are confounded by a cell's size and its frictional properties with the channel wall. Here, we introduce a device that enables the precise measurement of (i) the size of a single cell, given by its buoyant mass, (ii) the velocity of the cell entering a constricted microchannel (entry velocity), and (iii) the velocity of the cell as it transits through the constriction (transit velocity). Changing the deformability of the cell by perturbing its cytoskeleton primarily alters the entry velocity, whereas changing the surface friction by immobilizing positive charges on the constriction's walls primarily alters the transit velocity, indicating that these parameters can give insight into the factors affecting the passage of each cell. When accounting for cell buoyant mass, we find that cells possessing higher metastatic potential exhibit faster entry velocities than cells with lower metastatic potential. We additionally find that some cell types with higher metastatic potential exhibit greater than expected changes in transit velocities, suggesting that not only the increased deformability but reduced friction may be a factor in enabling invasive cancer cells to efficiently squeeze through tight spaces.

Prognostically relevant RNA expression states exist in pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC), but our understanding of their drivers, stability, and relationship to therapeutic response is limited.To examine these attributes systematically, we profiled metastatic biopsies and matched organoid models at single-cell resolution.In vivo, we identify a new intermediate PDAC transcriptional cell state and uncover distinct site-and state-specific tumor microenvironments (TMEs).Benchmarking models against this reference map, we reveal strong culture-specific biases in cancer cell transcriptional state representation driven by altered TME signals.We restore expression state heterogeneity by adding back in vivo-relevant factors and show plasticity in culture models.Further, we prove that non-genetic modulation of cell state can strongly influence drug responses, uncovering state-specific vulnerabilities.This work provides a broadly applicable framework for aligning cell states across in vivo and ex vivo settings, identifying drivers of transcriptional plasticity and manipulating cell state to target associated vulnerabilities.