ABSTRACT Control of cellular identity requires coordination of developmental programs with environmental factors such as nutrient availability, suggesting that modulating aspects of metabolism could alter cell state along differentiation trajectories. Here we find that nucleotide depletion and DNA replication stress are common drivers of cell state progression across a variety of normal and transformed hematopoietic systems. DNA replication stress-induced cell state transitions begin during S phase and are independent of ATR/ATM checkpoint signaling, double-stranded DNA break formation, and changes in cell cycle length. In systems where differentiation is blocked by oncogenic transcription factor expression, replication stress leads to increased activity at primed regulatory loci and expression of lineage-appropriate maturation genes while progenitor TF activity is still present. Altering the baseline cell state by manipulating the cohort of transcription factors expressed redirects the effect of replication stress towards induction of a different set of lineage-specific genes. The ability of replication stress to selectively activate primed maturation programs across different cellular contexts suggests a general mechanism by which metabolism can promote lineage-appropriate and potentially therapeutically relevant cell state transitions.

Abstract Metastases arise from a subset of cancer cells that disseminate from the primary tumor; however, the factors that contribute to proliferation of cancer cells in a secondary site are incompletely understood. The ability of cancer cells to thrive in a new tissue site is influenced by genetic and epigenetic changes that are important for disease initiation and progression, but these factors alone do not predict if and where cancers metastasize. Specific cancer types metastasize to consistent subsets of tissues, suggesting that factors associated with the primary tumor influence the tissue environments where cancers can grow. Using pancreatic cancer as a model, we find that primary and metastatic tumors share many metabolic similarities and that the tumor initiating capacity and proliferation of both primary- and metastasis-derived cells is favored in the primary site relative to the metastatic site. Moreover, propagating lung or liver metastatic cells in vivo to enrich for tumor cells adapted to grow in the lung or the liver does not enhance their relative ability to form large tumors in those sites, change their preference to grow in the primary site, nor stably alter some aspects of their metabolism relative to primary tumors. We also analyzed primary liver and lung cancer cells and find that these cells also exhibit a preference to grow in their primary site relative to metastatic sites. Together, these data suggest that the cancer tissue-of-origin influences the metabolism of both primary and metastatic tumors and may impact whether cancer cells can thrive in a metastatic site.

Live imaging of regenerative processes can reveal how animals restore their bodies after injury through a cascade of dynamic cellular events. Here, we present a comprehensive toolkit for live imaging of whole-body regeneration in the flatworm Macrostomum lignano, including a high throughput cloning pipeline, targeted cellular ablation, and advanced microscopy solutions. Using tissue-specific reporter expression, we examine how various structures regenerate. Enabled by a custom, low-cost luminescence/fluorescence microscope, we overcome intense stress-induced autofluorescence to demonstrate the first application of genetic cellular ablation in flatworms to reveal the limited regenerative capacity of neurons and their essential role during wound-healing. Finally, we build a novel open-source tracking microscope to continuously image moving animals throughout the week-long process of regeneration, quantifying kinetics of wound healing, nerve cord repair, body regeneration, growth, and behavioral recovery. Our findings suggest that nerve cord reconnection operates independently from primary body axis re-establishment and other downstream regenerative processes.

Control of cellular identity requires coordination of developmental programs with environmental factors such as nutrient availability, suggesting that perturbing metabolism can alter cell state. Here, we find that nucleotide depletion and DNA replication stress drive differentiation in human and murine normal and transformed hematopoietic systems, including patient-derived acute myeloid leukemia (AML) xenografts. These cell state transitions begin during S phase and are independent of ATR/ATM checkpoint signaling, double-stranded DNA break formation, and changes in cell cycle length. In systems where differentiation is blocked by oncogenic transcription factor expression, replication stress activates primed regulatory loci and induces lineage-appropriate maturation genes despite the persistence of progenitor programs. Altering the baseline cell state by manipulating transcription factor expression causes replication stress to induce genes specific for alternative lineages. The ability of replication stress to selectively activate primed maturation programs across different contexts suggests a general mechanism by which changes in metabolism can promote lineage-appropriate cell state transitions.