Abstract In recent years, Setaria viridis has been developed as a model plant to better understand the C4 photosynthetic pathway in major crops. With the increasing availability of genomic resources for S. viridis research, highly efficient genome editing technologies are needed to create genetic variation resources for functional genomics. Here, we developed a protoplast assay to rapidly optimize the multiplexed CRISPR/Cas9 system in S. viridis. Targeted mutagenesis efficiency was further improved by an average of 1.4-fold with the exonuclease, Trex2. Distinctive mutation profiles were found in the Cas9_Trex2 samples with 94% of deletions larger than 10bp, and less than 1% of mutations being insertions. Further analyses indicated that 52.2% of deletions induced by Cas9_Trex2, as opposed to 3.5% by Cas9 alone, were repaired through microhomology-mediated end joining (MMEJ) rather than the canonical NHEJ DNA repair pathway. Combined with the robust agrobacterium-mediated transformation method with more than 90% efficiency, the multiplex CRISPR/Cas9_Trex2 system was demonstrated to induce targeted mutations in two tightly linked genes, svDrm1a and svDrm1b, at the frequency ranging from 73% to 100% in T0 plants. These mutations were transmitted to at least 60% of the transgene-free T1 plants with 33% of them containing bi-allelic or homozygous mutations in both genes. This highly efficient multiplex CRISPR/Cas9_Trex2 system makes it possible to create a large mutant resource for S. viridis in a rapid and high throughput manner, and has the potential to be widely applicable in achieving more predictable MMEJ-mediated mutations in many plant species.

Abstract CRISPR-Cas9 mediated genome editing has been widely adopted for basic and applied biological research in eukaryotic systems. While many studies considered DNA sequences of CRISPR target sites as the primary determinant for CRISPR mutagenesis efficiency and mutation profiles, increasing evidence revealed the significant role of chromatin context. Nonetheless, most of the prior studies were limited by the lack of sufficient epigenetic resources and/or by only transiently expressing CRISPR-Cas9 in a short time window. In this study, we leveraged the wealth of high-resolution epigenomic resources in Arabidopsis thaliana to address the impact of chromatin features on CRISPR-Cas9 mutagenesis using stable transgenic plants. Our results indicated that DNA methylation and chromatin features could lead to significant variations in mutagenesis efficiency by up to 250 folds. Low mutagenesis efficiencies were mostly associated with repressive heterochromatic features. This repressive effect appeared to persist through cell divisions but could be alleviated through substantial reduction of DNA methylation at CRISPR target sites. Moreover, specific chromatin features, such as H3K4me1, H3.3, and H3.1, appear to be associated with significant variations in CRISPR-Cas9 mutation profiles reflected by the 1 bp insertion rates. Our findings provided strong evidence that specific chromatin features could have significant and lasting impacts on both CRISPR-Cas9 mutagenesis efficiency and DNA double strand break repair outcomes.

Abstract The canonical non-homologous end joining (c-NHEJ) repair pathway, generally viewed as stochastic, has recently been shown to produce predictable outcomes in CRISPR-Cas9 mutagenesis. This predictability, mainly in 1-bp insertions and small deletions, has led to the development of in-silico prediction programs for various animal species. However, the predictability of CRISPR-induced mutation profiles across species remained elusive. Comparing CRISPR-Cas9 repair outcomes between human and plant species reveals significant differences in 1-bp insertion profiles. The high predictability observed in human cells links to the template-dependent activity of human Polλ. Yet plant Polλ exhibits dual activities, generating 1-bp insertions through both templated and non-templated manners. Polλ knockout in plants leads to deletion-only mutations, while its overexpression enhances 1-bp insertion rates. Two conserved motifs are identified to modulate plant Polλ‘s dual activities. These findings unveil the mechanism behind species-specific CRISPR-Cas9-induced insertion profiles and offer strategies for predictable, precise genome editing through c-NHEJ.

Abstract Efficient and precise targeted insertion holds great promise but remains challenging in plant genome editing. An efficient NHEJ-mediated targeted insertion method was recently developed by combining CRISPR-Cas9 with phosphorothioate modified double-stranded oligodeoxynucleotides (dsODNs). Yet this approach often led to imprecise insertions with no control over the insertion direction. In this study, we first quantitatively compared the impact of the chemical protection on efficiency of targeted insertion. With the observation that CRISPR- Sp Cas9 could frequently induce staggered cleavages with 5′ 1-nucleotide overhangs, we then evaluated the impact of the donor end structures on the direction and preciseness of targeted insertions. Our study demonstrated that the chemically protected dsODNs with 5′ 1-nt overhangs could significantly improve the precision and direction control of target insertions in all tested CRIPSR targeting sites. Lastly, we applied this method to endogenous gene tagging in Setaria viridis , and cis -regulatory element engineering for disease resistance in rice. Two distinct TAL effector binding elements were directionally inserted into the promoter region of a recessive rice bacterial blight resistance gene at up to 24.4% efficiency. The resulting rice lines with heritable insertions exhibited strong resistance to the infection of Xanthomonas oryzae pv. oryzae pathogen in an inducible and strain-specific manner.

Choices for genome engineering and integration involve high efficiency with little or no target specificity or high specificity with low activity. Here, we describe a targeted integration strategy, called GeneWeld, and a vector series for gene tagging, pGTag (plasmids for Gene Tagging), which promote highly efficient and precise targeted integration in zebrafish embryos, pig fibroblasts, and human cells utilizing the CRISPR/Cas9 system. Our work demonstrates that in vivo targeting of a genomic locus of interest with CRISPR/Cas9 and a donor vector containing as little as 24 to 48 base pairs of homology directs precise and efficient knock-in when the homology arms are exposed with a double strand break in vivo . Our results suggest that the length of homology is not important in the design of knock-in vectors but rather how the homology is presented to a double strand break in the genome. Given our results targeting multiple loci in different species, we expect the accompanying protocols, vectors, and web interface for homology arm design to help streamline gene targeting and applications in CRISPR and TALEN compatible systems.

Genome editing is transforming plant biology by enabling precise DNA modifications. However, delivery of editing systems into plants remains challenging, often requiring slow, genotype-specific methods such as tissue culture or transformation. Plant viruses, which naturally infect and spread to most tissues, present a promising delivery system for editing reagents. But most viruses have limited cargo capacities, restricting their ability to carry large CRISPR-Cas systems. Here, we engineered tobacco rattle virus to carry the compact RNA-guided TnpB enzyme ISYmu1 and its guide RNA. This innovation allowed transgene-free editing of Arabidopsis thaliana in a single step, with edits inherited in the subsequent generation. By overcoming traditional reagent delivery barriers, this approach offers a novel platform for genome editing, which can greatly accelerate plant biotechnology and basic research.

Abstract The Domains Rearranged Methyltransferases (DRMs) are crucial for RNA-directed DNA methylation (RdDM) in plant species. Setaria viridis is a model monocot species with a relatively compact genome that has limited transposable element content. CRISPR-based genome editing approaches were used to create loss-of-function alleles for the two putative functional DRM genes in S. viridis to probe the role of RdDM. The analysis of drm1ab double mutant plants revealed limited morphological consequences for the loss of RdDM. Whole-genome methylation profiling provided evidence for wide-spread loss of methylation in CHH sequence contexts, particularly in regions with high CHH methylation in wild-type plants. Evidence was also found for locus-specific loss of CG and CHG methylation, even in some regions that lack CHH methylation. Transcriptome profiling identified a limited number of genes with altered expression in the drm1ab mutants. The majority of genes with elevated CHH methylation directly surrounding the transcription start site or in nearby promoter regions do not have altered expression in the drm1ab mutant even when this methylation is lost, suggesting limited regulation of gene expression by RdDM. Detailed analysis of the expression of transposable elements identified several transposons that are transcriptionally activated in drm1ab mutants. These transposons likely require active RdDM for maintenance of transcriptional repression. Significance statement Methylation profiling of Setaria viridis plants that lack functional Domains Rearranged Methyltransferase genes reveal widespread loss of DNA methylation in the CHH sequence context. Transcriptome analysis reveals a small set of genes and transposons that are silenced by RNA-directed DNA methylation.