Abstract The current COVID-19 pandemic is caused by the severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2). The positive-sense single-stranded RNA virus contains a single linear RNA segment that serves as a template for transcription and replication, leading to the synthesis of positive and negative-stranded viral RNA (vRNA) in infected cells. Tools to visualize viral RNA directly in infected cells are critical to analyze its replication cycle, screen for therapeutic molecules or study infections in human tissue. Here, we report the design, validation and initial application of fluorescence in situ hybridization (FISH) probes to visualize positive or negative RNA of SARS-CoV-2 (CoronaFISH). We demonstrate sensitive visualization of vRNA in African green monkey and several human cell lines, in patient samples and human tissue. We further demonstrate the adaptation of CoronaFISH probes to electron microscopy (EM). We provide all required oligonucleotide sequences, source code to design the probes, and a detailed protocol. We hope that CoronaFISH will complement existing techniques for research on SARS-CoV-2 biology and COVID-19 pathophysiology, drug screening and diagnostics.

Respiratory syncytial virus (RSV) is a major cause of hospitalisations and deaths among infants worldwide. France was one of the first countries to implement a national programme (beginning on Sept 15, 2023) for administration of nirsevimab, a single-dose long-acting monoclonal antibody treatment, to infants born on or after Feb 6, 2023, to prevent lower respiratory tract infection caused by RSV. We aimed to estimate the effectiveness of nirsevimab and the number of hospitalisations averted in children younger than 24 months in real-world settings.

ABSTRACT Lung-resident (LR) mesenchymal stem and stromal cells (MSCs) are key elements of the alveolar niche and fundamental regulators of homeostasis and regeneration. We interrogated their function during virus-induced lung injury using the highly prevalent respiratory syncytial virus (RSV) which causes severe outcomes in infants. We applied complementary approaches with primary pediatric LR-MSCs and a state-of-the-art model of human RSV infection in lamb. Remarkably, RSV-infection of pediatric LR-MSCs led to a robust activation, characterized by a strong antiviral and pro-inflammatory phenotype combined with mediators related to T cell function. In line with this, following in vivo infection, RSV invades and activates LR-MSCs, resulting in the expansion of the pulmonary MSC pool. Moreover, the global transcriptional response of LR-MSCs appears to follow RSV disease, switching from an early antiviral signature to repair mechanisms including differentiation, tissue remodeling, and angiogenesis. These findings demonstrate the involvement of LR-MSCs during virus-mediated acute lung injury and may have therapeutic implications. AUTHOR SUMMARY This work identifies a novel function of lung-resident MSCs during virus-induced acute lung injury. These findings contribute to the understanding of host response and lung repair mechanisms during a highly prevalent clinical situation and may have therapeutic implications.

De novo protein design has been successful in expanding the natural protein repertoire. However, most de novo proteins lack biological function, presenting a major methodological challenge. In vaccinology, the induction of precise antibody responses remains a cornerstone for next-generation vaccines. Here, we present a novel protein design algorithm, termed TopoBuilder, with which we engineered epitope-focused immunogens displaying complex structural motifs. Both in mice and non-human primates, cocktails of three de novo designed immunogens induced robust neutralizing responses against the respiratory syncytial virus. Furthermore, the immunogens refocused pre-existing antibody responses towards defined neutralization epitopes. Overall, our de novo design approach opens the possibility of targeting specific epitopes for vaccine and therapeutic antibody development, and more generally will be applicable to design de novo proteins displaying complex functional motifs.

Abstract Background Respiratory Syncytial Virus (RSV) is the major cause of severe acute respiratory tract illness in young children worldwide and a main pathogen for the elderly and immune-compromised people. In the absence of vaccines or effective treatments, a better characterization of the pathogenesis of RSV infection is required. To date, the pathophysiology of the disease and its diagnosis mostly relied on chest x-ray and genome detection in nasopharyngeal swabs. The development of new imaging approaches is instrumental to further the description of RSV spread, virus-host interactions and related acute respiratory disease, at the level of the entire lung. Methods By combining tissue clearing, 3D microscopy and image processing, we developed a novel visualization tool of RSV infection in undissected mouse lungs. Results Whole tissue analysis allowed the identification of infected cell subtypes, based on both morphological traits and position within the cellular network. Furthermore, 3D imaging was also valuable to detect the cytoplasmic viral factories, also called inclusion bodies, a hallmark of RSV infection. Conclusions Whole lung clearing and 3D deep-imaging represents an unprecedented visualization method of infected lungs to allow insight into RSV pathophysiology and improve the 2D histology analyses.

Abstract An analysis that combined bioinformatics, comparative sequence/structural analysis, and experimental assays has been completed on respiratory syncytial virus (RSV). Both the genomic RNA and its reverse complement were studied using the novel bioinformatics pipeline ScanFold, which predicted 49 regions on RSV RNAs that appear to encode functional secondary structures (based on their unusually stable sequence order). Multiple motifs appear to be conserved between RSV and related virus strains, including one region within the F gene, which had a highly favorable overall prediction metric of a paired secondary structure. This motif was subjected to additional experimental analyses using SHAPE analysis to confirm ScanFold predicted secondary structure. In subsequent analysis, RSV F mRNA transcripts were made by in vitro transcription using T7 polymerase and transcripts which relaxed the predicted secondary structure yielded slightly higher mRNA transcripts and protein expression levels as wildtype F. However, using reverse genetics for comparison of viruses containing wildtype or relaxed F suggested that the predicted secondary structures may be critical for RSV replication in cells. To our knowledge, this is the first study to examine conserved RNA structures across multiple RSV strains and may help identify potential therapeutic targets to inhibit.

First-generation anti-SARS-CoV-2 monoclonal antibodies (mAbs) used for prophylaxis or therapeutic purposes in immunocompromised patients have been withdrawn because of the emergence of resistant Omicron variants. In 2024, two novel mAbs, Pemivibart and Sipavibart, have been approved by health authorities, but their activity against contemporary JN.1 sublineages is poorly characterized. We isolated authentic JN.1.1, KP1.1, LB.1 and KP3.3 viruses and evaluated their sensitivity to neutralization by these mAbs in two target cell lines. Compared to ancestral strains, Pemivibart remained moderately active against JN.1 sub-variants, with a strong increase of 50% Inhibitory Concentration (IC50), reaching up to 3 to 15 ug/ml for KP3.3. Sipavibart neutralized JN.1.1 but lost antiviral efficacy against KP1.1, LB.1 and KP3.3. Our results highlight the need for a close clinical monitoring of Pemivibart and raise concerns about the clinical efficacy of Sipavibart.

In autumn 2023, European vaccination campaigns predominantly administered XBB.1.5 vaccine. In a European multicentre study, we estimated 2023 COVID-19 vaccine effectiveness (VE) against laboratory-confirmed symptomatic infection at primary care level between September 2023 and January 2024. Using a test-negative case–control design, we estimated VE in the target group for COVID-19 vaccination overall and by time since vaccination. We included 1057 cases and 4397 controls. Vaccine effectiveness was 40 % (95 % CI: 26–53 %) overall, 48 % (95 % CI: 31–61 %) among those vaccinated < 6 weeks of onset and 29 % (95 % CI: 3–49 %) at 6–14 weeks. Our results suggest that COVID-19 vaccines administered to target groups during the autumn 2023 campaigns showed clinically significant effectiveness against laboratory-confirmed, medically attended symptomatic SARS-CoV-2 infection in the 3 months following vaccination. A longer study period will allow for further variant-specific COVID-19 VE estimates, better understanding decline in VE and informing booster administration policies.