Rifampicin (Rif) is one of the most potent and broad spectrum antibiotics against bacterial pathogens and is a key component of anti-tuberculosis therapy, stemming from its inhibition of the bacterial RNA polymerase (RNAP). We determined the crystal structure of Thermus aquaticus core RNAP complexed with Rif. The inhibitor binds in a pocket of the RNAP β subunit deep within the DNA/RNA channel, but more than 12 Å away from the active site. The structure, combined with biochemical results, explains the effects of Rif on RNAP function and indicates that the inhibitor acts by directly blocking the path of the elongating RNA when the transcript becomes 2 to 3 nt in length.

Abstract

 The X-ray crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase reveals a "crab claw"–shaped molecule with a 27 Å wide internal channel. Located on the back wall of the channel is a Mg²⁺ ion required for catalytic activity, which is chelated by an absolutely conserved motif from all bacterial and eukaryotic cellular RNA polymerases. The structure places key functional sites, defined by mutational and cross-linking analysis, on the inner walls of the channel in close proximity to the active center Mg²⁺. Further out from the catalytic center, structural features are found that may be involved in maintaining the melted transcription bubble, clamping onto the RNA product and/or DNA template to assure processivity, and delivering nucleotide substrates to the active center.

The crystal structure of Thermus aquaticus RNA polymerase holoenzyme (α 2 ββ′ωσ A ) complexed with a fork-junction promoter DNA fragment has been determined by fitting high-resolution x-ray structures of individual components into a 6.5-angstrom resolution map. The DNA lies across one face of the holoenzyme, completely outside the RNA polymerase active site channel. All sequence-specific contacts with core promoter elements are mediated by the σ subunit. A universally conserved tryptophan is ideally positioned to stack on the exposed face of the base pair at the upstream edge of the transcription bubble. Universally conserved basic residues of the σ subunit provide critical contacts with the DNA phosphate backbone and play a role in directing the melted DNA template strand into the RNA polymerase active site. The structure explains how holoenzyme recognizes promoters containing variably spaced –10 and –35 elements and provides the basis for models of the closed and open promoter complexes.

The crystal structure of the initiating form of Thermus aquaticus RNA polymerase, containing core RNA polymerase (α 2 ββ′ω) and the promoter specificity σ subunit, has been determined at 4 angstrom resolution. Important structural features of the RNA polymerase and their roles in positioning σ within the initiation complex are delineated, as well as the role played by σ in modulating the opening of the RNA polymerase active-site channel. The two carboxyl-terminal domains of σ are separated by 45 angstroms on the surface of the RNA polymerase, but are linked by an extended loop. The loop winds near the RNA polymerase active site, where it may play a role in initiating nucleotide substrate binding, and out through the RNA exit channel. The advancing RNA transcript must displace the loop, leading to abortive initiation and ultimately to σ release.

The σ subunit is the key regulator of bacterial transcription. Proteolysis of Thermus aquaticus σA, which occurred in situ during crystallization, reveals three domains, σ2, σ3, and σ4, connected by flexible linkers. Crystal structures of each domain were determined, as well as of σ4 complexed with −35 element DNA. Exposed surfaces of each domain are important for RNA polymerase binding. Universally conserved residues important for −10 element recognition and melting lie on one face of σ2, while residues important for extended −10 recognition lie on σ3. Genetic studies correctly predicted that a helix-turn-helix motif in σ4 recognizes the −35 element but not the details of the protein-DNA interactions. Positive control mutants in σ4 cluster in two regions, positioned to interact with activators bound just upstream or downstream of the −35 element.

SARS-CoV-2 is the causative agent of the 2019–2020 pandemic. The SARS-CoV-2 genome is replicated and transcribed by the RNA-dependent RNA polymerase holoenzyme (subunits nsp7/nsp82/nsp12) along with a cast of accessory factors. One of these factors is the nsp13 helicase. Both the holo-RdRp and nsp13 are essential for viral replication and are targets for treating the disease COVID-19. Here we present cryoelectron microscopic structures of the SARS-CoV-2 holo-RdRp with an RNA template product in complex with two molecules of the nsp13 helicase. The Nidovirales order-specific N-terminal domains of each nsp13 interact with the N-terminal extension of each copy of nsp8. One nsp13 also contacts the nsp12 thumb. The structure places the nucleic acid-binding ATPase domains of the helicase directly in front of the replicating-transcribing holo-RdRp, constraining models for nsp13 function. We also observe ADP-Mg2+ bound in the nsp12 N-terminal nidovirus RdRp-associated nucleotidyltransferase domain, detailing a new pocket for anti-viral therapy development.

The path of the nucleic acids through a transcription elongation complex was tracked by mapping cross-links between bacterial RNA polymerase (RNAP) and transcript RNA or template DNA onto the x-ray crystal structure. In the resulting model, the downstream duplex DNA is nestled in a trough formed by the β′ subunit and enclosed on top by the β subunit. In the RNAP channel, the RNA/DNA hybrid extends from the enzyme active site, along a region of the β subunit harboring rifampicin resistance mutations, to the β′ subunit “rudder.” The single-stranded RNA is then extruded through another channel formed by the β-subunit flap domain. The model provides insight into the functional properties of the transcription complex.

The key step in bacterial promoter opening is recognition of the -10 promoter element (T(-12)A(-11)T(-10)A(-9)A(-8)T(-7) consensus sequence) by the RNA polymerase σ subunit. We determined crystal structures of σ domain 2 bound to single-stranded DNA bearing-10 element sequences. Extensive interactions occur between the protein and the DNA backbone of every -10 element nucleotide. Base-specific interactions occur primarily with A(-11) and T(-7), which are flipped out of the single-stranded DNA base stack and buried deep in protein pockets. The structures, along with biochemical data, support a model where the recognition of the -10 element sequence drives initial promoter opening as the bases of the nontemplate strand are extruded from the DNA double-helix and captured by σ. These results provide a detailed structural basis for the critical roles of A(-11) and T(-7) in promoter melting and reveal important insights into the initiation of transcription bubble formation.

Formation of microtubule architectures, required for cell shape maintenance in yeast, directional cell expansion in plants and cytokinesis in eukaryotes, depends on antiparallel microtubule crosslinking by the conserved MAP65 protein family. Here, we combine structural and single molecule fluorescence methods to examine how PRC1, the human MAP65, crosslinks antiparallel microtubules. We find that PRC1's microtubule binding is mediated by a structured domain with a spectrin-fold and an unstructured Lys/Arg-rich domain. These two domains, at each end of a homodimer, are connected by a linkage that is flexible on single microtubules, but forms well-defined crossbridges between antiparallel filaments. Further, we show that PRC1 crosslinks are compliant and do not substantially resist filament sliding by motor proteins in vitro. Together, our data show how MAP65s, by combining structural flexibility and rigidity, tune microtubule associations to establish crosslinks that selectively “mark” antiparallel overlap in dynamic cytoskeletal networks.

SUMMARY SARS-CoV-2 is the causative agent of the 2019-2020 pandemic. The SARS-CoV-2 genome is replicated-transcribed by the RNA-dependent RNA polymerase holoenzyme (subunits nsp7/nsp8 2 /nsp12) along with a cast of accessory factors. One of these factors is the nsp13 helicase. Both the holo-RdRp and nsp13 are essential for viral replication and are targets for treating the disease COVID-19. Here we present cryo-electron microscopic structures of the SARS-CoV-2 holo-RdRp with an RNA template-product in complex with two molecules of the nsp13 helicase. The Nidovirus-order-specific N-terminal domains of each nsp13 interact with the N-terminal extension of each copy of nsp8. One nsp13 also contacts the nsp12-thumb. The structure places the nucleic acid-binding ATPase domains of the helicase directly in front of the replicating-transcribing holo-RdRp, constraining models for nsp13 function. We also observe ADP-Mg 2+ bound in the nsp12 N-terminal nidovirus RdRp-associated nucleotidyltransferase domain, detailing a new pocket for anti-viral therapeutic development.