Abstract Identification of the genes and processes mediating genetic association signals for complex disease represents a major challenge. Since many of the genetic signals for type 2 diabetes exert their effects through pancreatic islet-cell dysfunction, we performed a genome-wide pooled CRISPR loss-of- function screen in human pancreatic beta cells. We focused on the regulation of insulin content as a disease-relevant readout of beta cell function. We identified 580 genes influencing this phenotype: integration with genetic and genomic data provided experimental support for 20 candidate type 2 diabetes effector transcripts including the autophagy receptor CALCOCO2 . Our study highlights how cellular screens can augment existing multi-omic efforts to accelerate biological and translational inference at GWAS loci.

Summary Multiple G protein coupled receptors (GPCRs) are expressed in pancreatic islet cells but the majority have unknown functions. We observe specific GPCRs localized to primary cilia, a prominent signaling organelle, in pancreatic α- and β-cells. Loss of cilia disrupts β-cell endocrine function, but the molecular drivers are unknown. Using functional expression, we identified multiple GPCRs localized to cilia in mouse and human islet α- and β-cells, including FFAR4, PTGER4, DRD5, ADRB2, KISS1R, and P2RY14. Free fatty acid receptor 4 (FFAR4) and prostaglandin E receptor 4 (PTGER4) agonists stimulate ciliary cAMP signaling and promote glucagon and insulin secretion by α- and β-cell lines, and by mouse and human islets. Transport of GPCRs to primary cilia requires TULP3 , whose knockdown in primary human and mouse islets depleted ciliary FFAR4 and PTGER4, and impaired regulated glucagon or insulin secretion, without affecting ciliary structure. Our findings provide index evidence that regulated hormone secretion by islet α- and β-cells is regulated by ciliary GPCRs providing new targets for diabetes.

Summary Successful genome editing in primary human islets could reveal features of the genetic regulatory landscape underlying β cell function and diabetes risk. Here, we describe a CRISPR-based strategy to interrogate functions of predicted regulatory DNA elements using electroporation of a complex of Cas9 ribonucleoprotein (Cas9 RNP) and guide RNAs into primary human islet cells. We successfully targeted coding regions including the PDX1 exon 1, and non-coding DNA linked to diabetes susceptibility. CRISPR/Cas9 RNP approaches revealed genetic targets of regulation by DNA elements containing candidate diabetes risk SNPs, including an in vivo enhancer of the MPHOSPH9 gene. CRISPR/Cas9 RNP multiplexed targeting of two cis -regulatory elements linked to diabetes risk in PCSK1 , which encodes an endoprotease crucial for insulin processing, also demonstrated efficient simultaneous editing of PCSK1 regulatory elements, resulting in impaired β cell PCSK1 regulation and insulin secretion. Multiplex CRISPR/Cas9 RNP provides powerful approaches to investigate and elucidate human islet cell gene regulation in health and diabetes.

ABSTRACT HNF1A haploinsufficiency underlies the most common form of human monogenic diabetes (HNF1A-MODY) and hypomorphic HNF1A variants confer type 2 diabetes risk, but a lack of experimental systems has limited our understanding of how the transcription factor HNF1α regulates adult human islet function. Here, we combined human islet genetics, RNA sequencing, Cleavage Under Targets & Release Using Nuclease (CUT&RUN) chromatin mapping, patch-clamp electrophysiology and transplantation-based assays to elucidate HNF1α-regulated mechanisms in mature pancreatic α and β cells. shRNA-mediated suppression of HNF1A in primary human pseudoislets led to blunted insulin output and dysregulated glucagon secretion both in vitro and after transplantation into immunocompromised mice, recapitulating phenotypes observed in HNF1A-MODY patients. These deficits corresponded with altered expression of genes encoding factors critical for hormone secretion, including calcium channel subunits, ATP-transporters and extracellular matrix constituents. Additionally, HNF1A loss led to upregulation of transcriptional repressors, providing evidence for a mechanism of transcriptional de-repression through HNF1α. CUT&RUN mapping of HNF1α DNA-binding sites in primary human islets verified that a subset of HNF1α-regulated genes were direct targets. These data provide unprecedented mechanistic links between HNF1A loss and diabetic phenotypes in mature human α and β cells.

Abstract The efficiency of bovine in vitro embryo production can be significantly improved by splitting embryos at different stages. However, the blastocyst quality of in vitro‐produced demi‐embryos remains unexplored. The objective of this research was to compare embryo developmental rates and quality of bovine demi‐embryos produced by two different strategies: (a) embryo bisection (BSEC) and (b) 2‐cell blastomere separation (BSEP). To determine demi‐embryos quality, we evaluated total blastocyst cell number and proportion of SOX2+ cells. Additionally, the expression of SOX2 , NANOG , OCT4 , CDX2 , IFNT , BAX and BCL genes and let‐7a and miRNA‐30c Micro RNAs was analysed. BSEP resulted in improved blastocyst development, higher ICM cells and a significantly higher expression of IFNΤ than demi‐embryos produced by BSEC. Let‐7a , which is associated with low pregnancy establishment was detected in BSEC, while miRNA‐30c expression was observed in all treatments. In conclusion, BSEP of 2‐cell embryos is more efficient to improve in vitro bovine embryo development and to produce good quality demi‐embryos based on ICM cell number and the expression pattern of the genes explored compared to BSEC.

Reliance on rodents for understanding pancreatic genetics, development and islet function could limit progress in developing interventions for human diseases like diabetes mellitus. Similarities of pancreas morphology and function suggest that porcine and human pancreas developmental biology may have useful homologies. However, little is known about pig pancreas development. To fill this knowledge gap, we investigated fetal and neonatal pig pancreas at multiple, crucial developmental stages using modern experimental approaches. Purification of islet β-, α- and δ-cells followed by transcriptome analysis (RNA-Seq) and immunohistology identified cell- and stage-specific regulation, and revealed that pig and human islet cells share characteristic features not observed in mice. Morphometric analysis also revealed endocrine cell allocation and architectural similarities between pig and human islets. Our analysis unveiled scores of signaling pathways linked to native islet β-cell functional maturation, including evidence of fetal α-cell GLP-1 production and signaling to β-cells. Thus, the findings and resources detailed here show how pig pancreatic islet studies complement other systems for understanding the developmental programs that generate functional islet cells, and that are relevant to human pancreatic diseases.Summary Statement This study reveals transcriptional, signaling and cellular programs governing pig pancreatic islet development, including striking similarities to human islet ontogeny, providing a novel resource for advancing human islet replacement strategies.

Abstract The physiological functions of many vital tissues and organs continue to mature after birth, but the genetic mechanisms governing this postnatal maturation remain an unsolved mystery. Human pancreatic β-cells produce and secrete insulin in response to physiological cues like glucose, and these hallmark functions improve in the years after birth. This coincides with expression of the transcription factors SIX2 and SIX3, whose functions in native human β-cells remain unknown. Here, we show that shRNA-mediated SIX2 or SIX3 suppression in human pancreatic adult islets impairs insulin secretion. However, transcriptome studies revealed that SIX2 and SIX3 regulate distinct targets. Loss of SIX2 markedly impaired expression of genes governing β-cell insulin processing and output, glucose sensing, and electrophysiology, while SIX3 loss led to inappropriate expression of genes normally expressed in fetal β-cells, adult a-cells and other non-β-cells. Chromatin accessibility studies identified genes directly regulated by SIX2. Moreover, β-cells from diabetic humans with impaired insulin secretion also had reduced SIX2 transcript levels. Revealing how SIX2 and SIX3 govern functional maturation and maintain developmental fate in native human β-cells should advance β-cell replacement and other therapeutic strategies for diabetes.