Wrapped DNA TAL effectors are proteins that bacterial pathogens inject into plant cells that bind to host DNA to activate expression of plant genes. The DNA-binding domain of TAL proteins is composed of tandem repeats within which a repeat-variable diresidue sequence confers nucleotide specificity. Deng et al. (p. 720 , published online 5 January) report the structure of the TAL effector dHax3, containing 11.5 repeats, in DNA-free and DNA-bound states, and Mak et al. (p. 716 , published online 5 January) report the structure of the PthXo1 TAL effector, containing 22 repeats, bound to its DNA target. Together, the structures reveal the conformational changes involved in DNA binding and provide the structural basis of DNA recognition.

Dysfunction of the intramembrane protease γ-secretase is thought to cause Alzheimer’s disease, with most mutations derived from Alzheimer’s disease mapping to the catalytic subunit presenilin 1 (PS1). Here we report an atomic structure of human γ-secretase at 3.4 Å resolution, determined by single-particle cryo-electron microscopy. Mutations derived from Alzheimer’s disease affect residues at two hotspots in PS1, each located at the centre of a distinct four transmembrane segment (TM) bundle. TM2 and, to a lesser extent, TM6 exhibit considerable flexibility, yielding a plastic active site and adaptable surrounding elements. The active site of PS1 is accessible from the convex side of the TM horseshoe, suggesting considerable conformational changes in nicastrin extracellular domain after substrate recruitment. Component protein APH-1 serves as a scaffold, anchoring the lone transmembrane helix from nicastrin and supporting the flexible conformation of PS1. Ordered phospholipids stabilize the complex inside the membrane. Our structure serves as a molecular basis for mechanistic understanding of γ-secretase function. The atomic structure of human γ-secretase at 3.4 Å resolution, determined by single-particle cryo-electron microscopy. The human γ-secretase complex, comprising presenilin 1 (PS1), PEN-2, APH-1, and nicastrin, is a membrane-embedded protease that controls a number of important cellular functions through substrate cleavage. Dysfunction of the enzyme is thought to cause Alzheimer's disease. This paper reports the first atomic structure of an intact human γ-secretase complex, determined at 3.4 Å resolution by cryo-electron microscopy. The structure illustrates how a remarkably plastic active site is positioned inside the membrane through specific interactions of four components of γ-secretase. Alzheimer's disease-derived mutations affect residues that cluster at two hotspots, each located at the center of a distinct four-transmembrane segment bundle in PS1.

The crystal structure of NavRh, a NaChBac orthologue from the marine Rickettsiales sp. HIMB114, defines an ion binding site within the selectivity filter, and reveals several conformational rearrangements that may underlie the electromechanical coupling mechanism. There are many published structures for potassium channels, but structural information on voltage-gated sodium (Nav) channels is much more scare, despite their importance in the initiation and propagation of action potentials in nerve cells, muscle cells and in the heart. Bacterial Nav channels provide a good model system for structure–function analyses, and here two groups report the X-ray crystal structure of bacterial Nav channels apparently in 'inactivated' conformations. Nieng Yan and colleagues determined the structure of NavRh from the marine bacterium known as alpha proteobacterium HIMB114 at 3.05-ångström resolution. William Catterall and colleagues report crystallographic snapshots of the NavAb channel from Arcobacter butzleri in two potentially inactivated states at 3.2-ångström resolution. Comparisons of these newly obtained structures with previously published data on NavAb in a 'pre-open' state reveal conformational rearrangements that may underlie the electromechanical coupling mechanism of these channels. This work is relevant to channelopathies and more widely to the design of neuroactive drugs. Voltage-gated sodium (Nav) channels are essential for the rapid depolarization of nerve and muscle1, and are important drug targets2. Determination of the structures of Nav channels will shed light on ion channel mechanisms and facilitate potential clinical applications. A family of bacterial Nav channels, exemplified by the Na+-selective channel of bacteria (NaChBac)3, provides a useful model system for structure–function analysis. Here we report the crystal structure of NavRh, a NaChBac orthologue from the marine alphaproteobacterium HIMB114 (Rickettsiales sp. HIMB114; denoted Rh), at 3.05 Å resolution. The channel comprises an asymmetric tetramer. The carbonyl oxygen atoms of Thr 178 and Leu 179 constitute an inner site within the selectivity filter where a hydrated Ca2+ resides in the crystal structure. The outer mouth of the Na+ selectivity filter, defined by Ser 181 and Glu 183, is closed, as is the activation gate at the intracellular side of the pore. The voltage sensors adopt a depolarized conformation in which all the gating charges are exposed to the extracellular environment. We propose that NavRh is in an ‘inactivated’ conformation. Comparison of NavRh with NavAb4 reveals considerable conformational rearrangements that may underlie the electromechanical coupling mechanism of voltage-gated channels.

The ryanodine receptors (RyRs) are high-conductance intracellular Ca2+ channels that play a pivotal role in the excitation–contraction coupling of skeletal and cardiac muscles. RyRs are the largest known ion channels, with a homotetrameric organization and approximately 5,000 residues in each protomer. Here we report the structure of the rabbit RyR1 in complex with its modulator FKBP12 at an overall resolution of 3.8 Å, determined by single-particle electron cryomicroscopy. Three previously uncharacterized domains, named central, handle and helical domains, display the armadillo repeat fold. These domains, together with the amino-terminal domain, constitute a network of superhelical scaffold for binding and propagation of conformational changes. The channel domain exhibits the voltage-gated ion channel superfamily fold with distinct features. A negative-charge-enriched hairpin loop connecting S5 and the pore helix is positioned above the entrance to the selectivity-filter vestibule. The four elongated S6 segments form a right-handed helical bundle that closes the pore at the cytoplasmic border of the membrane. Allosteric regulation of the pore by the cytoplasmic domains is mediated through extensive interactions between the central domains and the channel domain. These structural features explain high ion conductance by RyRs and the long-range allosteric regulation of channel activities. Using electron cryomicroscopy, the structure of the closed-state rabbit ryanodine receptor RyR1 in complex with its modulator FKBP12 is solved at 3.8 Å; in addition to determining structural details of the ion-conducting channel domain, three previously uncharacterized domains help to reveal a molecular scaffold that allows long-range allosteric regulation of channel activities. Muscle contraction is regulated by the concentration of calcium ions in the cytoplasm of muscle cells. Ryanodine receptors (RyR) release Ca2+ from the sarcoplasmic reticulum to induce muscle contraction. Dysfunction of these channels contributes to the pathophysiology of important human diseases including muscular dystrophy. Three papers in this issue of Nature report high-resolution electron cryomicroscopy structures of the 2.2 MDa ryanodine receptor RyR1. Efremov et al. report the structure of rabbit RyR1 at 8.5 Å resolution the presence of Ca2+ in a 'partly open' state, and at 6.1 Å resolution in the absence of Ca2+ in a closed state. Zalk et al. report the rabbit RyR1 structure at 4.8 Å in the absence of Ca2+ in a closed state. And third, Yan et al. report the structure of rabbit RyR1 bound to its modulator FKBP12 at a near-atomic resolution of 3.8 Å. These papers reveal how calcium binding to the EF-hand domain of RyR1 regulates channel opening and facilitates calcium-induced calcium release. The authors also note that disease-causing mutations are clustered in regions of the channel that appear to be critical for normal channel function.

Keeping the Inflammasome in Check Nucleotide-binding and oligomerization domain (NOD)–like receptors (NLRs) play an important role in the detection of pathogens by cells of the innate immune system. For several NLR family members, activation results in relief from autoinhibition, oligomerization, and the recruitment of signaling components that together make up the inflammasome, a large multiprotein complex. The inflammasome protects the host by inducing cell death and cytokine secretion. The specific molecular mechanisms that regulate NLR activation and inhibition, however, are not well understood. Hu et al. (p. 172 , published online 13 June) report the crystal structure of autoinhibited NLR family member NLRC4, which reveals the domains that are critical for interaction with adenosine diphosphate to keep NLRC4 in its inactive state and the domains that mediate oligomerization of the protein upon activation.

Structure and function of the spliceosome When RNA is transcribed from DNA in the eukaryotic cell nucleus, the initial transcript includes noncoding introns that must be spliced out. This splicing is done by a complex macromolecular machine, the spliceosome, which comprises five small nuclear RNAs and more than 100 associated proteins. Now, two papers reveal insights into the structure and function of the yeast spliceosome. Yan et al. describe a high-resolution structure determined by electron microscopy of a spliceosome complex comprising four RNAs and 37 proteins. Hang et al. focus on the catalytic site and show how protein components anchor the transcribed RNA and allow sufficient flexibility to deliver RNA components involved in catalyzing the splicing reaction. Science , this issue pp. 1182 and 1191