Due to its avascular nature, articular cartilage exhibits a very limited capacity to regenerate and to repair. Although much of the tissue-engineered cartilage in existence has been successful in mimicking the morphological and biochemical appearance of hyaline cartilage, it is generally mechanically inferior to the natural tissue. In this study, we tested the hypothesis that the application of dynamic deformational loading at physiological strain levels enhances chondrocyte matrix elaboration in cell-seeded agarose scaffolds to produce a more functional engineered tissue construct than in free swelling controls. A custom-designed bioreactor was used to load cell-seeded agarose disks dynamically in unconfined compression with a peak-to-peak compressive strain amplitude of 10 percent, at a frequency of 1 Hz, 3× (1 hour on, 1 hour off)/day, 5 days/week for 4 weeks. Results demonstrated that dynamically loaded disks yielded a sixfold increase in the equilibrium aggregate modulus over free swelling controls after 28 days of loading (100±16 kPa versus 15±8 kPa,p<0.0001). This represented a 21-fold increase over the equilibrium modulus of day 0 4.8±2.3 kPa. Sulfated glycosaminoglycan content and hydroxyproline content was also found to be greater in dynamically loaded disks compared to free swelling controls at day 21 (p<0.0001 and p=0.002, respectively). [S0148-0731(00)00703-2]

We describe a protocol for tissue engineering of synchronously contractile cardiac constructs by culturing cardiac cells with the application of pulsatile electrical fields designed to mimic those present in the native heart. Tissue culture is conducted in a customized chamber built to allow for cultivation of (i) engineered three-dimensional (3D) cardiac tissue constructs, (ii) cell monolayers on flat substrates or (iii) cells on patterned substrates. This also allows for analysis of the individual and interactive effects of pulsatile electrical field stimulation and substrate topography on cell differentiation and assembly. The protocol is designed to allow for delivery of predictable electrical field stimuli to cells, monitoring environmental parameters, and assessment of cell and tissue responses. The duration of the protocol is 5 d for two-dimensional cultures and 10 d for 3D cultures.

Abstract Mechanical factors such as stress in the extracellular environment are known to affect phenotypic commitment of cells. However, the stress fields experienced by cells in tissues are multiaxial, and the ways that cells integrate this multiaxial information are largely unknown. Here, we report that the anisotropy of these stress fields is a critical factor triggering phenotypic transition in fibroblast cells, outweighing the previously reported role of stress amplitude. Using a combined experimental and computational approach, we discovered a self-reinforcing mechanism in which cellular protrusions interact with collagen fibers to develop tension anisotropy, which in turn stabilizes protrusions and amplifies their contractile forces. Disruption of this self-reinforcing process, either by reducing tension anisotropy or by inhibiting contractile protrusions, prevented phenotypic conversion of fibroblasts to contractile myofibroblasts.