The pace of human brain development is highly protracted compared with most other species1-7. The maturation of cortical neurons is particularly slow, taking months to years to develop adult functions3-5. Remarkably, such protracted timing is retained in cortical neurons derived from human pluripotent stem cells (hPSCs) during in vitro differentiation or upon transplantation into the mouse brain4,8,9. Those findings suggest the presence of a cell-intrinsic clock setting the pace of neuronal maturation, although the molecular nature of this clock remains unknown. Here we identify an epigenetic developmental programme that sets the timing of human neuronal maturation. First, we developed a hPSC-based approach to synchronize the birth of cortical neurons in vitro which enabled us to define an atlas of morphological, functional and molecular maturation. We observed a slow unfolding of maturation programmes, limited by the retention of specific epigenetic factors. Loss of function of several of those factors in cortical neurons enables precocious maturation. Transient inhibition of EZH2, EHMT1 and EHMT2 or DOT1L, at progenitor stage primes newly born neurons to rapidly acquire mature properties upon differentiation. Thus our findings reveal that the rate at which human neurons mature is set well before neurogenesis through the establishment of an epigenetic barrier in progenitor cells. Mechanistically, this barrier holds transcriptional maturation programmes in a poised state that is gradually released to ensure the prolonged timeline of human cortical neuron maturation.

Abstract The mu opioid receptor (μOR), a prototypic member of the large G protein-coupled receptor (GPCR) family, represents an important target of therapeutic and abused drugs. To date, most of our understanding of μOR activity has focused on signal transducers and regulatory molecules including G proteins, GPCR kinases, and beta-arrestins. Yet it is clear that signaling through the μOR is coordinated by additional proteins recruited into the proximal interaction network of the activated receptor, which have largely remained invisible given the lack of technologies to interrogate these networks systematically. Here, we implement a quantitative proteomics pipeline leveraging the chemical diversity of μOR agonists and APEX-based proximity labeling to investigate the protein networks that underlie μOR signaling. We leverage a novel computational framework to extract subcellular location, trafficking, and functional partners of GPCR activity from the proximity labeling datasets. Applying this unbiased, systematic approach to the μOR, we demonstrate that opioid agonists exert differences in the μOR proximal proteome mediated by endocytosis and subsequent endosomal sorting, exemplified by VPS35 and COMMD3. Moreover, we identify two novel μOR network components, EYA4 and KCTD12, that are recruited into the receptor proximal network irrespective of the activating ligand and independent of receptor trafficking but based on receptor-triggered G protein activation. We provide functional evidence that these network components form a previously unrecognized buffering system for G protein activity which broadly modulates cellular GPCR signaling.

Chemical photoswitches have become a widely used approach for the remote control of biological functions with spatiotemporal precision. Several molecular scaffolds have been implemented to improve photoswitch characteristics, ranging from the nature of the photoswitch itself (e.g. azobenzenes, dithienylethenes, hemithioindigo) to fine‐tuning of aromatic units and substituents. Herein, we present deuterated azobenzene photoswitches as a general means of enhancing the performance of photopharmacological molecules. Deuteration can improve azobenzene performance in terms of light sensitivity (higher molar extinction coefficient), photoswitch efficiency (higher photoisomerization quantum yield), and photoswitch kinetics (faster macroscopic rate of photoisomerization) with minimal alteration to the underlying structure of the photopharmacological ligand. We report synthesized deuterated azobenzene‐based ligands for the optimized optical control of ion channel and G protein‐coupled receptor (GPCR) function in live cells, setting the stage for the straightforward, widespread adoption of this approach.

The metabotropic glutamate receptors (mGluRs) are neuromodulatory family C G protein coupled receptors which assemble as dimers and allosterically couple extracellular ligand binding domains (LBDs) to transmembrane domains (TMDs) to drive intracellular signaling. Pharmacologically, mGluRs can be targeted at the LBDs by glutamate and synthetic orthosteric compounds or at the TMDs by allosteric modulators. Despite the potential of allosteric compounds as therapeutics, an understanding of the functional and structural basis of their effects is limited. Here we use multiple approaches to dissect the functional and structural effects of orthosteric versus allosteric ligands. We find, using electrophysiological and live cell imaging assays, that both agonists and positive allosteric modulators (PAMs) can drive activation and internalization of group II and III mGluRs. The effects of PAMs are pleiotropic, boosting the maximal response to orthosteric agonists and serving independently as internalization-biased agonists across mGluR subtypes. Motivated by this and intersubunit FRET analyses, we determine cryo-electron microscopy structures of mGluR3 in the presence of either an agonist or antagonist alone or in combination with a PAM. These structures reveal PAM-driven re-shaping of intra- and inter-subunit conformations and provide evidence for a rolling TMD dimer interface activation pathway that controls G protein and beta-arrestin coupling. The metabotropic glutamate receptors (mGluRs) are neuromodulator class C GPCRs. Here, authors characterize ligand-evoked activation and internalization of mGluRs to reveal bias in signaling and motivate structural determination of activation pathway intermediate states.

Abstract The metabotropic glutamate receptors (mGluRs) are neuromodulatory family C G protein coupled receptors which assemble as dimers and allosterically couple extracellular ligand binding domains (LBDs) to transmembrane domains (TMDs) to drive intracellular signaling. Pharmacologically, mGluRs can be targeted either at the LBDs by glutamate and synthetic orthosteric compounds or at the TMDs by allosteric modulators. Despite the potential of allosteric TMD-targeting compounds as therapeutics, an understanding of the functional and structural basis of their effects on mGluRs is limited. Here we use a battery of approaches to dissect the distinct functional and structural effects of orthosteric versus allosteric ligands. We find using electrophysiological and live cell imaging assays that both agonists and positive allosteric modulators (PAMs) can drive activation and desensitization of mGluRs. The effects of PAMs are pleiotropic, including both the ability to boost the maximal response to orthosteric agonists and to serve independently as desensitization-biased agonists across mGluR subtypes. Conformational sensors reveal PAM-driven inter-subunit re-arrangements at both the LBD and TMD. Motivated by this, we determine cryo-electron microscopy structures of mGluR3 in the presence of either an agonist or antagonist alone or in combination with a PAM. These structures reveal PAM-driven re-shaping of intra- and inter-subunit conformations and provide evidence for a rolling TMD dimer interface activation pathway that controls G protein and beta-arrestin coupling. Highlights -Agonists and PAMs drive mGluR activation, desensitization, and endocytosis -PAMs are desensitization-biased and synergistic with agonists -Four combinatorial ligand conditions reveal an ensemble of full-length mGluR structures with novel interfaces -Activation and desensitization involve rolling TMD interfaces which are re-shaped by PAM

G protein-coupled receptors (GPCRs) control intracellular signaling cascades via agonist-dependent coupling to intracellular transducers including heterotrimeric G proteins, GPCR kinases (GRKs), and arrestins. In addition to their critical interactions with the transmembrane core of active GPCRs, all three classes of transducers have also been reported to interact with receptor C-terminal domains (CTDs). An underexplored aspect of GPCR CTDs is their possible role as lipid sensors given their proximity to the membrane. CTD-membrane interactions have the potential to control the accessibility of key regulatory CTD residues to downstream effectors and transducers. Here we report that the CTDs of two closely related family C GPCRs, metabotropic glutamate receptor 2 (mGluR2) and mGluR3, bind to membranes and that this interaction controls receptor function. We first characterize CTD structure with NMR spectroscopy, revealing lipid composition-dependent modes of membrane binding. Using molecular dynamics simulations and structure-guided mutagenesis, we identify key conserved residues and cancer-associated mutations that control CTD-membrane binding. Finally, we provide evidence that mGluR3 transducer coupling is controlled by CTD-membrane interactions in live cells which can be modulated by disease-associated mutations or CTD phosphorylation. This work reveals a novel mechanism of GPCR modulation, suggesting that CTD-membrane binding may be a general regulatory mode throughout the broad GPCR superfamily.

Abstract BK channels are high-conductance potassium channels that are activated by voltage and Ca 2+ . The pore-forming α-subunits form homotetramers including a membrane-spanning domain and a cytosolic domain with a tandem of RCK-like domains (RCK1 and RCK2) per subunit. The eight RCKs compose high affinity Ca2+-binding sites that drive channel activation. Full-length Cryo-EM structures revealed intersubunit interactions between the RCK domains. Asparagine 449 (N449, human BK channel) is located at the RCK1 domain and coordinates Ca 2+ in the RCK2 of the adjacent subunit. In addition, two Arginines (R786 and R790) of one RCK2 and Glutamate 955 of the adjacent subunit constitute an additional interaction interface. Functional studies on these residues showed that these two interfaces are crucial in Ca 2+ sensitivity. To detect structural rearrangements induced by Ca 2+ during channel activation, we took advantage of the photoactivatable unnatural amino acid p-benzoyl-L-phenylalanine (BzF). Functional channels were obtained with this amino acid inserted at 11 positions. N449 and R786 positions (N449BzF and R786BzF respectively). UV-induced photocrosslinking led to Ca 2+ dependent and voltage-independent effects in both mutants. N449BzF showed a steady-state current reduction at saturating Ca 2+ concentrations. Our data shows that this effect mainly relies on full occupancy of the RCK1 Ca 2+ binding site, since mutation of this site abolished the effect. The R786BzF construct showed a substantial potentiation of the current in the absence of Ca 2+ . In this case, photocrosslinking seems to favor the activation of the channel by voltage. Overall, these results suggest mobile interfaces between RCK domains are key to BK channel activation.

Herein, we present deuterated azobenzene photoswitches as a general means of enhancing photopharmacological molecules. Deuteration improves azobenzene performance in terms of light sensitivity, photoswitch efficiency, and photoswitch kinetics with minimal alteration to the underlying structure of the photopharmacological ligand. We report synthesized deuterated azobenzene-based ligands for the optimized optical control of ion channel and G protein-coupled receptor function in live cells, setting the stage for the straightforward, widespread adoption of this approach.