SUMMARY Recurrent deletion and duplication of ∼743 kilobases of unique genomic sequence and segmental duplications at chromosome 16p11.2 underlie a reciprocal genomic disorder (RGD; OMIM 611913 and 614671) associated with neurodevelopmental and psychiatric phenotypes, including intellectual disability, autism spectrum disorder (ASD), and schizophrenia (SCZ). To define molecular alterations associated with the 16p11.2 RGD, we performed transcriptome analyses of mice with reciprocal copy number variants (CNVs) of the syntenic chromosome 7qF3 region and human neuronal models derived from isogenic human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) carrying CRISPR-engineered CNVs at 16p11.2. Analysis of differentially expressed genes (DEGs) in mouse cortex, striatum, cerebellum and three non-brain tissues, as well as in human neural stem cells and induced glutamatergic neurons revealed that the strongest and most consistent effects occurred within the CNV sequence, with notable instances of differential expression of genes in the immediate vicinity that could reflect position effect. While differential expression of genes outside of chromosome 16p11.2 was largely region, tissue, and cell type-specific, a small but significant minority of such DEGs was shared between brain regions or human cell types. Gene Ontology (GO) enrichment analyses to identify cellular processes dysregulated due to these CNVs found support in select circumstances for terms related to energy metabolism, RNA metabolism, and translation but did not reveal a single universally affected process. Weighted gene co-expression network analysis identified modules that showed significant correlation with reciprocal or individual CNV genotype and better captured shared effects, indicating that energy metabolism, RNA metabolism, translation and protein targeting were disrupted across all three brain regions. The first two of these processes also emerged in the human neural stem cell (NSC) data. A subset of co-expression modules that correlated with CNV genotype revealed significant enrichments for known neurodevelopmental disorder genes, loss-of-function constrained genes, FMRP targets, and chromatin modifiers. Intriguingly, neuronal differentiation of the hiPSCs revealed that both the deletion and duplication CNV resulted in similar deficits in neurite extension and branching and alterations in electrical activity. Finally, generation of cerebral organoid derivatives indicated that the CNVs reciprocally altered the ratio of excitatory and inhibitory GABAergic neurons generated during in vitro neurodevelopment, consistent with a major mechanistic hypothesis for ASD. Collectively, our data suggest that the 16p11.2 RGD involves disruption of multiple biological processes, with a relative impact that is context-specific. Perturbation of individual and multiple genes within the CNV region will be required to dissect single-gene effects, uncover regulatory interactions, and define how each contributes to abnormal neurodevelopment.

Novel gene and variant discoveries have reached unprecedented scale with the emergence of exome and genome sequencing studies across a spectrum of human disease initiatives. Highly parallelized functional characterization of these variants is now paramount to deciphering disease mechanisms, and approaches that facilitate editing of induced pluripotent stem cells (iPSCs) to derive otherwise inaccessible tissues of interest (e.g., brain) have become critical in genomics research. Here, we sought to facilitate scalable editing of multiple genes and variants by developing a genome engineering approach that incorporates libraries of CRISPR/Cas9 guide RNAs (gRNAs) into a piggyBac (PB) transposon system. To test the efficiency of inducing small indels, targeted deletions, and large reciprocal copy number variants (CNVs), we simultaneously delivered to human iPSCs both Cas9 and a library including 59 single gRNAs targeting segmental duplications, 70 paired gRNAs flanking particular genic regions, and three single gRNAs targeting the coding sequence of an individual gene, MAGEL2 . After editing, we isolated single cells, expanded resultant colonies, and genotyped their gRNA contents and mutational outcomes. We observed that 97.7% of gRNA constructs were integrated into at least one colony, with 85.6% of colonies containing three or fewer PB integrations. This PB editing method generated 354 cell lines with 57.8% of sequenced gRNA cleavage sites modified in at least one line, 14.4% of these lines altered at multiple targets, and single-copy indel mutagenesis predominating. Among the edits generated were eight targeted genomic deletions, including pathogenic microdeletions at chromosome 15q11-q13 (∼5.3 Mbp), chromosome 16p11.2 (∼740 kbp), and chromosome 17q11.2 (∼1.4 Mbp). These data highlight PB editing as a powerful platform for gene inactivation and testify to its strong potential for oligogenic modeling. The ability to rapidly establish high-quality mutational models at scale will facilitate the development of near-isogenic cellular collections and catalyze comparative functional genomic studies, better positioning us to investigate the roles of hundreds of genes and mutations in development and disease.

ABSTRACT Point mutations and structural variants directly disrupting the coding sequence of MEF2C have been associated with a spectrum of neurodevelopmental disorders (NDDs), while recent studies have also implicated altered noncoding regulation of MEF2C expression in NDDs. However, the impact of haploinsufficiency of MEF2C on neurodevelopmental pathways and synaptic processes is not well understood, nor are the complex mechanisms that govern regulation of MEF2C . To explore the transcriptional and functional changes associated with coding and noncoding structural variants, we generated an allelic series of 204 isogenic iPSC-derived neuronal cell lines harboring CRISPR-engineered mutations that directly delete predominant isoforms of MEF2C , as well as deletions to the boundaries of topologically associating domains (TADs) and chromatin loops encompassing MEF2C . We then performed systematic profiling of mutation-specific alterations to transcriptional signatures, regulatory interactions, chromatin contacts, and electrophysiological effects. Our analyses reveal that direct deletion of MEF2C causes differential expression of genes enriched for neurodevelopmental and synaptic-associated pathways, accompanied by a significant reduction in synaptic firing and synchrony in neurons. By contrast, we observe robust buffering against MEF2C regulatory disruption upon deletion of a distal 5q14.3 TAD and loop boundary; however, homozygous loss of proximal loop boundary resulted in significant down-regulation of MEF2C expression and significantly reduced electrophysiological activity that was comparable to direct MEF2C disruption. Collectively, our findings demonstrate the functional impact of MEF2C haploinsufficiency in human-derived neural models and highlight the complex interactions of gene regulation and chromatin topology that challenge a priori regulatory predictions of structural variant disruption to three-dimensional genome organization.