How tissue shape emerges from the collective mechanical properties and behavior of individual cells is not understood. We combine experiment and theory to study this problem in the developing wing epithelium of Drosophila. At pupal stages, the wing-hinge contraction contributes to anisotropic tissue flows that reshape the wing blade. Here, we quantitatively account for this wing-blade shape change on the basis of cell divisions, cell rearrangements and cell shape changes. We show that cells both generate and respond to epithelial stresses during this process, and that the nature of this interplay specifies the pattern of junctional network remodeling that changes wing shape. We show that patterned constraints exerted on the tissue by the extracellular matrix are key to force the tissue into the right shape. We present a continuum mechanical model that quantitatively describes the relationship between epithelial stresses and cell dynamics, and how their interplay reshapes the wing.

ABSTRACT Quantitative analysis of the dynamic cellular mechanisms shaping the Drosophila wing during its larval growth phase has been limited, impeding our ability to understand how morphogen patterns regulate tissue shape. Such analysis requires imaging explants under conditions that maintain both growth and patterning, as well as methods to quantify how much cellular behaviors change tissue shape. Here, we demonstrate a key requirement for the steroid hormone 20-hydroxyecdysone (20E) in the maintenance of numerous patterning systems in vivo and in explant culture. We find that low concentrations of 20E support prolonged proliferation in explanted wing discs in the absence of insulin, incidentally providing novel insight into the hormonal regulation of imaginal growth. We use 20E-containing media to directly observe growth and apply recently developed methods for quantitatively decomposing tissue shape changes into cellular contributions. We discover that while cell divisions drive tissue expansion along one axis, their contribution to expansion along the orthogonal axis is cancelled by cell rearrangements and cell shape changes. This finding raises the possibility that anisotropic mechanical constraints contribute to growth orientation in the wing disc.

Abstract How morphogenetic movements are robustly coordinated in space and time is a fundamental open question in biology. We study this question using the wing of Drosophila melanogaster , an epithelial tissue that undergoes large-scale tissue flows during pupal stages. We showed previously (Etournay et al., 2015) that pupal wing morphogenesis involves both cellular behaviors that allow relaxation of mechanical tissue stress, as well as cellular behaviors that appear to be actively patterned. The core planar cell polarity (PCP) pathway influences morphogenetic cell movements in many other contexts, which suggests that it could globally pattern active cellular behaviors during pupal wing morphogenesis. We show here, however, that this is not the case: there is no significant phenotype on the cellular dynamics underlying pupal morphogenesis in mutants of core PCP. Furthermore, using laser ablation experiments, coupled with a rheological model to describe the dynamics of the response to laser ablation, we conclude that while core PCP mutations affect the fast timescale response to laser ablation, they do not affect overall tissue mechanics. In conclusion, our work shows that cellular dynamics and tissue shape changes during Drosophila pupal wing morphogenesis are independent of one potential chemical guiding cue, core PCP.

ABSTRACT Tissue organization is often characterized by specific patterns of cell morphology. How such patterns emerge in developing tissues is a fundamental open question. Here, we investigate the emergence of tissue-scale patterns of cell shape and mechanical tissue stress in the Drosophila wing imaginal disc during larval development. Using quantitative analysis of the cellular dynamics, we reveal a pattern of radially oriented cell rearrangements that is coupled to the buildup of tangential cell elongation. Developing a laser ablation method, we map tissue stresses and extract key parameters of tissue mechanics. We present a continuum theory showing that this pattern of cell morphology and tissue stress can arise via self-organization of a mechanical feedback that couples cell polarity to active cell rearrangements. The predictions of this model are supported by knockdown of MyoVI, a component of mechanosensitive feedback. Our work reveals a mechanism for the emergence of cellular patterns in morphogenesis.

Abstract The body axis of vertebrate embryos is periodically segmented into bilaterally symmetric pairs of somites. The anteroposterior (AP) length of somites, their position and left-right symmetry are thought to be molecularly determined prior to somite morphogenesis. Here we discover that in zebrafish embryos, initial somite AP lengths and positions are imprecise and consequently many somite pairs form left-right asymmetrically. Strikingly, these imprecisions are not left unchecked and we find that AP lengths adjust within an hour after somite formation, thereby increasing morphological symmetry. We find that AP length adjustments result entirely from changes in somite shape without change in somite volume, with changes in AP length being compensated by corresponding changes in mediolateral length. The AP adjustment mechanism is facilitated by somite surface tension, which we show by comparing in vivo experiments and in vitro single-somite explant cultures with a mechanical model. Length adjustment is inhibited by perturbation of Integrin and Fibronectin, consistent with their involvement in surface tension. In contrast, the adjustment mechanism is unaffected by perturbations to the segmentation clock, thus revealing a distinct process that determines morphological segment lengths. We propose that tissue surface tension provides a general mechanism to adjust shapes and ensure precision and symmetry of tissues in developing embryos.

Abstract Collective cell dynamics play a crucial role in many developmental and physiological contexts. While two-dimensional (2D) cell migration has been widely studied, how three-dimensional (3D) geometry and topology interplay with collective cell behavior to determine dynamics and functions remains an open question. In this work, we elucidate the biophysical mechanism underlying rotation in spherical tissues, a phenomenon widely reported both in vivo and in vitro . Using murine pancreas-derived organoids as a model system, we find that epithelial spheres exhibit persistent rotation, rotational axis drift and rotation arrest. Using a 3D vertex model, we demonstrate how the interplay between traction force and polarity alignment can account for these distinct rotational dynamics. Furthermore, our analysis shows that the spherical tissue rotates as an active solid and exhibits spontaneous chiral symmetry breaking. Using a continuum model, we demonstrate how the types and location of topological defects in the polarity field underlie this symmetry breaking process. Altogether, our work shows that tissue chirality can arise via topological defects in the pattern of cell traction forces, with potential implications for left-right symmetry breaking processes in morphogenetic events.

How complex 3D tissue shape emerges during animal development remains an important open question in biology and biophysics. Here, we discover a mechanism for 3D epithelial shape change based on active, in-plane cellular events that is analogous to inanimate "shape programmable" materials, which undergo blueprinted 3D shape transformations from in-plane gradients of spontaneous strains. We study eversion of the

Abstract Regional differences in synaptic degeneration may underlie differences in clinical presentation and neuropathological disease progression in Parkinson’s Disease (PD) and Dementia with Lewy bodies (DLB). Here, we mapped and quantified synaptic degeneration in cortical brain regions in PD, PD with dementia (PDD) and DLB, and assessed whether regional differences in synaptic loss are linked to axonal degeneration and neuropathological burden. We included a total of 47 brain donors, 9 PD, 12 PDD, 6 DLB and 20 non-neurological controls. Synaptophysin + and SV2A + puncta were quantified in eight cortical regions using a high throughput microscopy approach. Neurofilament light chain (NfL) immunoreactivity, Lewy body (LB) density, phosphorylated-tau and amyloid-β load were also quantified. Group differences in synaptic density, and associations with neuropathological markers and Clinical Dementia Rating (CDR) scores, were investigated using linear mixed models. We found significantly decreased synaptophysin and SV2A densities in the cortex of PD, PDD and DLB cases compared to controls. Specifically, synaptic density was decreased in cortical regions affected at Braak α-synuclein stage 5 in PD (middle temporal gyrus, anterior cingulate and insula), and was additionally decreased in cortical regions affected at Braak α-synuclein stage 4 in PDD and DLB compared to controls (entorhinal cortex, parahippocampal gyrus and fusiform gyrus). Synaptic loss associated with higher NfL immunoreactivity and LB density. Global synaptophysin loss associated with longer disease duration and higher CDR scores. Synaptic neurodegeneration occurred in temporal, cingulate and insular cortices in PD, as well as in parahippocampal regions in PDD and DLB. In addition, synaptic loss was linked to axonal damage and severe α-synuclein burden. These results, together with the association between synaptic loss and disease progression and cognitive impairment, indicate that regional synaptic loss may underlie clinical differences between PD and PDD/DLB. Our results might provide useful information for the interpretation of synaptic biomarkers in vivo .

The formation of a new head during Hydra regeneration involves the establishment of a head organizer that functions as a signaling center and contains an aster-shaped topological defect in the organization of the supracellular actomyosin fibers. Here we show that the future head region in regenerating tissue fragments undergoes multiple instances of extensive stretching and rupture events from the onset of regeneration. These recurring localized tissue deformations arise due to transient contractions of the supracellular ectodermal actomyosin fibers that focus mechanical strain at defect sites. We further show that stabilization of aster-shaped defects is disrupted by perturbations of the Wnt signaling pathway. We propose a closed-loop feedback mechanism promoting head organizer formation, and develop a biophysical model of regenerating Hydra tissues that incorporates a morphogen source activated by mechanical strain and an alignment interaction directing fibers along morphogen gradients. We suggest that this positive feedback loop leads to mechanical strain focusing at defect sites, enhancing local morphogen production and promoting robust organizer formation.

The establishment of the body plan is a major step in animal morphogenesis. The role of mechanical forces and feedback in patterning the body plan remains unclear. Here we explore this question, by studying regenerating Hydra tissues confined in narrow cylindrical channels which constrain their morphology. We find that frustration between the orientation of the channel and the inherited axis in the regenerating tissues can lead to the formation of a multiaxial body plan. The morphological outcome is directly related to the pattern of nematic topological defects that emerges in the organization of the supracellular actomyosin fibers. When the inherited axis, which can be read out from the initial alignment of the supracellular fibers in the confined spheroid, is parallel to the channel's axis, the tissue regenerates normally into animals with a single body axis aligned with the channel. However, regenerating spheroids that are confined in a frustrated perpendicular configuration often develop excess defects (including negatively-charged -1/2 defects) and regenerate into multiaxial morphologies. The influence of mechanical constraints on the regenerated body plan argues against an axial patterning mechanism that is based solely on inherited gradients of biochemical morphogens. We further show that the dependence of the regeneration outcomes on the initial tissue orientation can be recapitulated by a biophysical model which considers the coupled dynamics of the nematic organization of the actomyosin fibers and a morphogen concentration field, incorporating a mechanochemical feedback loop involving strain-dependent morphogen production at defect sites.