SUMMARY Bacteria deploy multiple defense mechanisms to prevent the invasion of mobile genetic elements (MGEs). CRISPR-Cas systems use RNA-guided nucleases to target MGEs, which in turn produce anti-CRISPR (Acr) proteins that inactivate Cas protein effectors. The minimal component Type I-C CRISPR-Cas subtype is highly prevalent in bacteria, and yet a lack of a tractable in vivo model system has slowed its study, the identification of cognate Acr proteins, and thus our understanding of its true role in nature. Here, we describe MGE-MGE conflict between a mobile Pseudomonas aeruginosa Type I-C CRISPR-Cas system always encoded on pKLC102-like conjugative elements, which are large mobile islands, and seven new Type I-C anti-CRISPRs (AcrIF2*, AcrIC3-IC8) encoded by phages, other mobile islands, and transposons. The P. aeruginosa Type I-C system possesses a total of 300 non-redundant spacers (from 980 spacers total) across the 42 genomes analyzed, predominantly targeting P. aeruginosa phages. Of the seven new Type I-C anti-CRISPRs, all but one are highly acidic, and four have surprisingly broad inhibition activity, blocking multiple distantly related P. aeruginosa Type I CRISPR system subtypes (e.g. I-C and I-F, or I-C and I-E), including AcrIF2 (now, AcrIF2*), a previously described DNA mimic. Anti-type I-C activity of AcrIF2* was far more sensitive to mutagenesis of acidic residues in AcrIF2* than anti-type I-F activity, suggesting distinct binding mechanisms for this highly negatively charged protein. Five of the seven Acr proteins block DNA-binding, while the other two act downstream of DNA-binding, likely by preventing Cas3 recruitment or activity. For one such Cas3 inhibitor (AcrIC3), we identify a novel anti-CRISPR evasion strategy: a cas3-cas8 gene fusion, which also occurs in nature. Collectively, the Type I-C CRISPR spacer diversity and corresponding anti-CRISPR response, all occurring on Pseudomonas MGEs, demonstrates an active co-evolutionary battle between parasitic elements.

Abstract The genetic code is a highly conserved feature of life. However, some “alternative” genetic codes use reassigned stop codons to code for amino acids. Here, we survey stop codon recoding across bacteriophages (phages) in human and animal gut microbiomes. We find that stop codon recoding has evolved in diverse clades of phages predicted to infect hosts that use the standard code. We provide evidence for an evolutionary path towards recoding involving reduction in the frequency of TGA and TAG stop codons due to low GC content, followed by acquisition of suppressor tRNAs and the emergence of recoded stop codons in structural and lysis genes. In analyses of two distinct lineages of recoded virulent phages, we find that lysis-related genes are uniquely biased towards use of recoded stop codons. This convergence supports the inference that stop codon recoding is a strategy to regulate the expression of late stage genes and control lysis timing. Interestingly, we identified prophages with recoded stop codons integrated into genomes of bacteria that use standard code, and hypothesize that recoding may control the lytic-lysogenic switch. Alternative coding has evolved many times, often in closely related lineages, indicating that genetic code is plastic in bacteriophages and adaptive recoding can occur over very short evolutionary timescales.

Abstract Metagenomic findings suggesting that bacteriophages (phages) can use genetic codes different from those of their host bacteria reveal a new dimension of phage-host interaction dynamics. Whereas reassignment of stop codons to code for amino acids has been predicted, there has been no proteomic validation of alternative coding in phages. In fact, one code where the stop codon TAG is reassigned to glutamine (code 15) has never been experimentally validated in any biological system. Here, we characterized stop codon reassignment in two crAss-like phages found in the human gut microbiome using LC-MS/MS-based metaproteomics. The proteome data from several phage structural proteins clearly demonstrates reassignment of the TAG stop codon to glutamine, establishing for the first time the expression of genetic code 15. One-Sentence Summary Mass spectrometry confirms protein expression of predicted alternate genetic coding in phage genomes from human microbiomes.

Abstract The ribosomal protein S21 (bS21) gene has been detected in diverse viruses with a large range of genome sizes, yet its in situ expression and potential significance have not been investigated. Here, we report five closely related clades of bacteriophages (phages) represented by 47 genomes (8 curated to completion and up to 331 kbp in length) that encode a bS21 gene. The bS21 gene is on the reverse strand within a conserved region that encodes the large terminase, major capsid protein, prohead protease, portal vertex proteins and some hypothetical proteins. These phages are predicted to infect Bacteroidetes species that inhabit a range of depths in freshwater lakes. Transcriptionally active bS21-encoding phages were sampled in the late-stage of replication, when core structural genes, bS21 and a neighboring gene of unknown function were highly expressed. Thus, our analyses suggest that bS21, which is involved in translation initiation, substitutes into the Bacteroidetes ribosomes and selects for phage transcripts during the late-stage replication when large-scale phage protein production is required for assembly of phage particles.

CRISPR-Cas systems are adaptive immune systems that protect bacteria from bacteriophage (phage) infection. To provide immunity, RNA-guided protein surveillance complexes recognize foreign nucleic acids, triggering their destruction by Cas nucleases. While the essential requirements for immune activity are well understood, the physiological cues that regulate CRISPR-Cas expression are not. Here, a forward genetic screen identifies a two-component system (KinB/AlgB), previously characterized in regulating Pseudomonas aeruginosa virulence and biofilm establishment, as a regulator of the biogenesis and activity of the Type I-F CRISPR-Cas system. Downstream of the KinB/AlgB system, activators of biofilm production AlgU (a σE orthologue) and AlgR, act as repressors of CRISPR-Cas activity during planktonic and surface-associated growth. AmrZ, another biofilm activator, functions as a surface-specific repressor of CRISPR-Cas immunity. Pseudomonas phages and plasmids have taken advantage of this regulatory scheme, and carry hijacked homologs of AmrZ, which are functional CRISPR-Cas repressors. This suggests that while CRISPR-Cas regulation may be important to limit self-toxicity, endogenous repressive pathways represent a vulnerability for parasite manipulation.

Abstract CRISPR-Cas systems are prokaryotic adaptive immune systems that have been well characterized biochemically, but in vivo spatiotemporal regulation and cell biology remains largely unaddressed. Here, we used fluorescent fusion proteins to study the localization of the Type I-F CRISPR-Cas system native to Pseudomonas aeruginosa . When targeted to an integrated prophage, the crRNA-guided (Csy) complex and a majority of Cas3 molecules in the cell are recruited to a single focus. When lacking a target in the cell, however, the Csy complex is broadly nucleoid bound, while Cas3 is diffuse in the cytoplasm. Nucleoid association for the Csy proteins is crRNA-dependent, and inhibited by expression of anti-CRISPR AcrIF2, which blocks PAM binding. The Cas9 nuclease is also nucleoid localized, only when gRNA-bound, which is abolished by PAM mimic, AcrIIA4. Our findings reveal PAM-dependent nucleoid surveillance and spatiotemporal regulation in Type I CRISPR-Cas that separates the nuclease-helicase Cas3 from the crRNA-guided surveillance complex.

Abstract Phage-encoded anti-CRISPR (Acr) proteins inhibit CRISPR-Cas systems to allow phage replication and lysogeny maintenance. Most of the Acrs characterized to date are stable stoichiometric inhibitors, and while enzymatic Acrs have been characterized biochemically, little is known about their potency, specificity, and reversibility. Here, we examine AcrIF11, a widespread phage and plasmid-encoded ADP-ribosyltransferase (ART) that inhibits the Type I-F CRISPR-Cas system. We present an NMR structure of an AcrIF11 homolog that reveals chemical shift perturbations consistent with NAD (cofactor) binding. In experiments that model both lytic phage replication and MGE/lysogen stability under high targeting pressure, AcrIF11 is a highly potent CRISPR-Cas inhibitor and more robust to Cas protein level fluctuations than stoichiometric inhibitors. Furthermore, we demonstrate that AcrIF11 is remarkably specific, predominantly ADP-ribosylating Csy1 when expressed in P. aeruginosa . Given the reversible nature of ADP-ribosylation, we hypothesized that ADPr eraser enzymes (macrodomains) could remove ADPr from Csy1, a potential limitation of PTM-based CRISPR inhibition. We demonstrate that diverse macrodomains can indeed remove the modification from Csy1 in P. aeruginosa lysate. Together, these experiments connect the in vitro observations of AcrIF11’s enzymatic activity to its potent and specific effects in vivo , clarifying the advantages and drawbacks of enzymatic Acrs in the evolutionary arms race between phages and bacteria.

Abstract CRISPR-Cas systems provide their prokaryotic hosts with adaptive immunity against mobile genetic elements. Many bacteriophages encode anti-CRISPR (Acr) proteins that inhibit host defense. The identification of Acr proteins is challenging due to their small size and high sequence diversity, and only a limited number has been characterized to date. In this study, we report the discovery of a novel Acr protein, AcrIB2, encoded by the φCD38-2 Clostridioides difficile phage that efficiently inhibits interference by the type I-B CRISPR-Cas system of the host and likely acts as a DNA mimic. Most C. difficile strains contain two cas operons, one encoding a full set of interference and adaptation proteins and another encoding interference proteins only. Unexpectedly, we show that only the partial operon is required for interference and is subject to inhibition by AcrIB2.

Abstract Bacteriophages are key components of gut microbiomes, yet the phage colonization process in the infant gut remains uncertain. Here, we established a large phage sequence database and used strain-resolved analyses to investigate phage succession in infants throughout the first three years of life. Analysis of 819 fecal metagenomes collected from 28 full-term and 24 preterm infants and their mothers revealed that early-life phageome richness increased over time and reached adult-like complexity by age three. Approximately 9% of early phage colonizers, mostly maternally transmitted and infecting Bacteroides , persisted for three years and were more prevalent in full-term than in preterm infants. Although rare, phages with stop codon reassignment were more likely to persist than non-recoded phages and generally displayed an increase in in-frame re-assigned stop codons over three years. Overall, maternal seeding, stop codon reassignment, host CRISPR-Cas locus prevalence, and diverse phage populations contribute to stable viral colonization.

Abstract Human milk oligosaccharides (HMOs) ensure proper infant gut microbiome establishment. Isolate studies have revealed the genetic basis for HMO metabolism, but they exclude the possibility of HMO assimilation via synergistic interactions involving multiple organisms. Here, we investigated microbiome responses to 2’-fucosyllactose (2’FL), a prevalent HMO and infant formula additive, by establishing individualized microbiomes using fecal samples from three different infants as the inocula. Bifidobacterium breve , a prominent member of infant microbiomes, typically cannot metabolize 2’FL. Using metagenomic data, we predicted that extracellular fucosidases encoded by co-existing members such as Ruminococcus gnavus initiate 2’FL breakdown, thus critical for B. breve’s growth. Using both targeted co-cultures and by supplementation of R. gnavus into one microbiome, we show that R. gnavus can promote extensive growth of B. breve through the release of lactose from 2’FL. Overall, microbiome cultivation combined with genome-resolved metagenomics demonstrated that HMO utilization can vary with an individual’s microbiome.