A three-dimensional serpentine microchannel design with a "C shaped" repeating unit is presented in this paper as a means of implementing chaotic advection to passively enhance fluid mixing. The device is fabricated in a silicon wafer using a double-sided KOH wet-etching technique to realize a three-dimensional channel geometry. Experiments using phenolphthalein and sodium hydroxide solutions demonstrate the ability of flow in this channel to mix faster and more uniformly than either pure molecular diffusion or flow in a "square-wave" channel for Reynolds numbers from 6 to 70. The mixing capability of the channel increases with increasing Reynolds number. At least 98% of the maximum intensity of reacted phenolphthalein is observed in the channel after five mixing segments for Reynolds numbers greater than 25. At a Reynolds number of 70, the serpentine channel produces 16 times more reacted phenolphthalein than a straight channel and 1.6 times more than the square-wave channel. Mixing rates in the serpentine channel at the higher Reynolds numbers are consistent with the occurrence of chaotic advection. Visualization of the interface formed in the channel between streams of water and ethyl alcohol indicates that the mixing is due to both diffusion and fluid stirring.

We have developed an electrokinetic process to rapidly stir micro- and nanoliter volume solutions for microfluidic bioanalytical applications. We rapidly stir microflow streams by initiating a flow instability, which we have observed in sinusoidally oscillating, electroosmotic channel flows. As the effect occurs within an oscillating electroosmotic flow, we refer to it here as an electrokinetic instability (EKI). The rapid stretching and folding of material lines associated with this instability can be used to stir fluid streams with Reynolds numbers of order unity, based on channel depth and rms electroosmotic velocity. This paper presents a preliminary description of the EKI and the design and fabrication of two micromixing devices capable of rapidly stirring two fluid streams using this flow phenomenon. A high-resolution CCD camera is used to record the stirring and diffusion of fluorescein from an initially unmixed configuration. Integration of fluorescence intensity over measurement volumes (voxels) provides a measure of the degree to which two streams are mixed to within the length scales of the voxels. Ensemble-averaged probability density functions and power spectra of the instantaneous spatial intensity profiles are used to quantify the mixing processes. Two-dimensional spectral bandwidths of the mixing images are initially anisotropic for the unmixed configuration, broaden as the stirring associated with the EKI rapidly stretches and folds material lines (adding high spatial frequencies to the concentration field), and then narrow to a relatively isotropic spectrum at the well-mixed conditions.

A PIV algorithm is presented for estimating time-averaged or phase-averaged velocity fields. The algorithm can be applied to situations where signal strength is not sufficient for standard cross correlation techniques, such as a low number of particle images in an interrogation spot, or poor image quality. The algorithm can also be used to increase the spatial resolution of measurements by allowing smaller interrogation spots than those required for standard cross correlation techniques. The quality of the velocity measurements can be dramatically increased by averaging a series of instantaneous correlation functions, before determining the location of the signal peak, as opposed to the commonly used technique of estimating instantaneous velocity fields first and then averaging the velocity fields. The algorithm is applied to a 30μm×300μm microchannel flow. [S0098-2202(00)00602-7]

The present work is an analytical and experimental study of electroosmotic flow (EOF) in cylindrical capillaries with nonuniform wall surface charge (zeta-potential) distributions. In particular, this study investigates perturbations of electroosmotic flow in open capillaries that are due to induced pressure gradients resulting from axial variations in the wall zeta-potential. The experimental inquiry focuses on electroosmotic flow under a uniform applied field in capillaries with an EOF-suppressing polymer adsorbed onto various fractions of the total capillary length. This fractional EOF suppression was achieved by coupling capillaries with substantially different zeta-potentials. The resulting flow fields were imaged with a nonintrusive, caged-fluorescence imaging technique. Simple analytical models for the velocity field and rate of sample dispersion in capillaries with axial zeta-potential variations are presented. The resulting induced pressure gradients and the associated band-broadening effects are of particular importance to the performance of chemical and biochemical analysis systems such as capillary electrokinetic chromatography and capillary zone electrophoresis.

Electroosmotic flow (EOF) micropumps which use electroosmosis to transport liquids have been fabricated and used to achieve pressures in excess of 20 atm and flow rates of 3.6 μl/min for 2 kV applied potentials. These pumps use deionized water as working fluids in order to reduce the ion current of the pump during operation and increase thermodynamic efficiency. EOF pumps are fabricated by packing the 3.5 μm diameter non-porous silica particles into 500–700 μm diameter fused-silica capillaries and by using a silicate frit fabrication process to hold the particles in place. The devices have no moving parts and can operate as both open (high flow rate) and closed (high pressure) systems. Pressure versus flow rate performance data are presented and combined with measurements of physical dimensions, dry and wet weight, and ion current to calculate the pump structure porosity, tortuosity, effective pore radius, and zeta potential.

Capacitive desalination (CD) is a promising desalination technique as, relative to reverse osmosis (RO), it requires no membrane components, can operate at low (sub-osmotic) pressures, and can potentially utilize less energy for brackish water desalination. In a typical CD cell, the feed water flows through the separator layer between two electrically charged, nanoporous carbon electrodes. This architecture results in significant performance limitations, including an inability to easily (in a single charge) desalinate moderate brackish water feeds and slow, diffusion-limited desalination. We here describe an alternative architecture, where the feed flows directly through electrodes along the primary electric field direction, which we term flow-through electrode (FTE) capacitive desalination. Using macroscopic porous electrode theory, we show that FTE CD enables significant reductions in desalination time and can desalinate higher salinity feeds per charge. We then demonstrate these benefits using a custom-built FTE CD cell containing novel hierarchical carbon aerogel monoliths as an electrode material. The pore structure of our electrodes includes both micron-scale and sub-10 nm pores, allowing our electrodes to exhibit both low flow resistance and very high specific capacitance (>100 F g−1). Our cell demonstrates feed concentration reductions of up to 70 mM NaCl per charge and a mean sorption rate of nearly 1 mg NaCl per g aerogel per min, 4 to 10 times higher than that demonstrated by the typical CD cell architecture. We also show that, as predicted by our model, our cell desalinates the feed at the cell's RC timescale rather than the significantly longer diffusive timescale characteristic of typical CD cells.

The rapid spread of COVID-19 across the world has revealed major gaps in our ability to respond to new virulent pathogens. Rapid, accurate, and easily configurable molecular diagnostic tests are imperative to prevent global spread of new diseases. CRISPR-based diagnostic approaches are proving to be useful as field-deployable solutions. In one basic form of this assay, the CRISPR-Cas12 enzyme complexes with a synthetic guide RNA (gRNA). This complex becomes activated only when it specifically binds to target DNA and cleaves it. The activated complex thereafter nonspecifically cleaves single-stranded DNA reporter probes labeled with a fluorophore-quencher pair. We discovered that electric field gradients can be used to control and accelerate this CRISPR assay by cofocusing Cas12-gRNA, reporters, and target within a microfluidic chip. We achieve an appropriate electric field gradient using a selective ionic focusing technique known as isotachophoresis (ITP) implemented on a microfluidic chip. Unlike previous CRISPR diagnostic assays, we also use ITP for automated purification of target RNA from raw nasopharyngeal swab samples. We here combine this ITP purification with loop-mediated isothermal amplification and the ITP-enhanced CRISPR assay to achieve detection of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) RNA (from raw sample to result) in about 35 min for both contrived and clinical nasopharyngeal swab samples. This electric field control enables an alternate modality for a suite of microfluidic CRISPR-based diagnostic assays.

Abstract The rapid spread of COVID-19 across the world has revealed major gaps in our ability to respond to new virulent pathogens. Rapid, accurate, and easily configurable molecular diagnostic tests are imperative to prevent global spread of new diseases. CRISPR-based diagnostic approaches are proving to be useful as field-deployable solutions. In a basic form of this assay, the CRISPR-Cas12 enzyme complexes with a synthetic guide RNA (gRNA). This complex is activated when it highly specifically binds to target DNA, and the activated complex non-specifically cleaves single-stranded DNA reporter probes labeled with a fluorophore-quencher pair. We recently discovered that electric field gradients can be used to control and accelerate this CRISPR assay by co-focusing Cas12-gRNA, reporters, and target. We achieve an appropriate electric field gradient using a selective ionic focusing technique known as isotachophoresis (ITP) implemented on a microfluidic chip. Unlike previous CRISPR diagnostic assays, we also use ITP for automated purification of target RNA from raw nasopharyngeal swab sample. We here combine this ITP purification with loop-mediated isothermal amplification, and the ITP-enhanced CRISPR assay to achieve detection of SARS-CoV-2 RNA (from raw sample to result) in 30 min for both contrived and clinical nasopharyngeal swab samples. This electric field control enables a new modality for a suite of microfluidic CRISPR-based diagnostic assays. Significance statement Rapid, early-stage screening is especially crucial during pandemics for early identification of infected patients and control of disease spread. CRISPR biology offers new methods for rapid and accurate pathogen detection. Despite their versatility and specificity, existing CRISPR-diagnostic methods suffer from the requirements of up-front nucleic acid extraction, large reagent volumes, and several manual steps—factors which prolong the process and impede use in low resource settings. We here combine on-chip electric-field control in combination with CRIPSR biology to directly address these limitations of current CRISPR-diagnostic methods. We apply our method to the rapid detection of SARS-CoV-2 RNA in clinical samples. Our method takes 30 min from raw sample to result, a significant improvement over existing diagnostic methods for COVID-19.