Severe malaria is caused by the apicomplexan parasite Plasmodium falciparum. Despite decades of research, the distinct biology of these parasites has made it challenging to establish high-throughput genetic approaches to identify and prioritize therapeutic targets. Using transposon mutagenesis of P. falciparum in an approach that exploited its AT-rich genome, we generated more than 38,000 mutants, saturating the genome and defining mutability and fitness costs for over 87% of genes. Of 5399 genes, our study defined 2680 genes as essential for optimal growth of asexual blood stages in vitro. These essential genes are associated with drug resistance, represent leading vaccine candidates, and include approximately 1000 Plasmodium-conserved genes of unknown function. We validated this approach by testing proteasome pathways for individual mutants associated with artemisinin sensitivity.

Transposon insertion sequencing is a high-throughput technique for assaying large libraries of otherwise isogenic transposon mutants providing insight into gene essentiality, gene function and genetic interactions. We previously developed the Transposon Directed Insertion Sequencing (TraDIS) protocol for this purpose, which utilizes shearing of genomic DNA followed by specific PCR amplification of transposon-containing fragments and Illumina sequencing. Here we describe an optimized high-yield library preparation and sequencing protocol for TraDIS experiments and a novel software pipeline for analysis of the resulting data. The Bio-Tradis analysis pipeline is implemented as an extensible Perl library which can either be used as is, or as a basis for the development of more advanced analysis tools. This article can serve as a general reference for the application of the TraDIS methodology.The optimized sequencing protocol is included as supplementary information. The Bio-Tradis analysis pipeline is available under a GPL license at https://github.com/sanger-pathogens/Bio-Tradisparkhill@sanger.ac.ukSupplementary data are available at Bioinformatics online.

ABSTRACT Background The emergence and spread of Plasmodium falciparum parasites resistant to front-line antimalarial artemisinin-combination therapies (ACT) threatens to erase the considerable gains against the disease of the last decade. We developed a new large-scale phenotypic screening pipeline and used it to carry out the first large-scale forward-genetic phenotype screen in P. falciparum to identify genes that allow parasites to survive febrile temperatures. Results Screening identified more than 200 P. falciparum mutants with differential responses to increased temperature. These mutants were more likely to be sensitive to artemisinin derivatives as well as to heightened oxidative stress. Major processes critical for P. falciparum tolerance to febrile temperatures and artemisinin included highly essential, conserved pathways associated with protein-folding, heat-shock and proteasome-mediated degradation, and unexpectedly, isoprenoid biosynthesis, which originated from the ancestral genome of the parasite’s algal endosymbiont-derived plastid, the apicoplast. Apicoplast-targeted genes in general were up-regulated in response to heat shock, as were other Plasmodium genes with orthologs in plant and algal genomes. Conclusions Plasmodium falciparum parasites appear to exploit their innate febrile-response mechanisms to mediate resistance to artemisinin. Both responses depend on endosymbiotic cynobacterium-related ancestral genes in the parasite’s genome, suggesting a link to the evolutionary origins of Plasmodium parasites in free-living ancestors.

Abstract Museum collections contain enormous quantities of insect specimens collected over the past century, covering a period of increased and varied insecticide usage. These historic collections are therefore incredibly valuable as genomic snapshots of organisms before, during, and after exposure to novel selective pressures. However, these samples come with their own challenges compared to present-day collections, as they are fragile and retrievable DNA is low yield and fragmented. In this paper we tested several DNA extraction procedures across pinned historic Diptera specimens from four disease vector genera: Anopheles, Aedes, Culex and Glossina . We identify an approach that minimizes morphological damage while maximizing DNA retrieval for Illumina library preparation and sequencing that can accommodate the fragmented and low yield nature of historic DNA. We identify several key points in retrieving sufficient DNA while keeping morphological damage to a minimum: an initial rehydration step, a short incubation without agitation in a low salt Proteinase K buffer, and critical point drying of samples post-extraction to prevent tissue collapse caused by air drying. The suggested method presented here provides a solid foundation for exploring the genomes and morphology of historic Diptera collections. Significance statement Large museum collections of pinned insects could provide important snapshots of genomes through time, but unfortunately DNA retrieval from such fragile samples often leads to severe morphological damage, especially in delicate species such as disease transmitting Diptera. In this study we have worked on a combined method that minimizes morphological damage while maximizing the retrieval of DNA from dry pinned Diptera species. We identified the importance of tissue rehydration, gentle DNA lysis buffer incubation, and critical point drying to restore collapsed tissues. We hope this approach will make it possible for more historic insect specimens to become available for genomic research while ensuring they remain intact for morphological studies.

Pseudomonas aeruginosa is an extremely successful pathogen able to cause both acute and chronic infections in a range of hosts, utilizing a diverse arsenal of cell-associated and secreted virulence factors. A major cell-associated virulence factor, the Type IV pilus (T4P), is required for epithelial cell adherence and mediates a form of surface translocation termed twitching motility, which is necessary to establish a mature biofilm and actively expand these biofilms. P. aeruginosa twitching motility-mediated biofilm expansion is a coordinated, multicellular behaviour, allowing cells to rapidly colonize surfaces, including implanted medical devices. Although at least 44 proteins are known to be involved in the biogenesis, assembly and regulation of the T4P, with additional regulatory components and pathways implicated, it is unclear how these components and pathways interact to control these processes. In the current study, we used a global genomics-based random-mutagenesis technique, transposon directed insertion-site sequencing (TraDIS), coupled with a physical segregation approach, to identify all genes implicated in twitching motility-mediated biofilm expansion in P. aeruginosa. Our approach allowed identification of both known and novel genes, providing new insight into the complex molecular network that regulates this process in P. aeruginosa. Additionally, our data suggests a differential effect on twitching motility by flagellum components based upon their cellular location. Overall the success of our TraDIS approach supports the use of this global genomic technique for investigating virulence genes in bacterial pathogens.