Here, Argonaute from the prokaryote Thermus thermophilus is shown to use small DNA guides to interfere directly with invading foreign DNA, rather than being involved in RNA-guided RNA interference, as observed in eukaryotes. One function of RNA interference (RNAi) in eukaryotes is to protect the cell from foreign small single-stranded RNA (ssRNAs) through a process in which short RNAs encoded by the host bind homologous RNA targets and mediate their degradation. Argonaute (Ago) is a key enzyme of RNA-guided RNAi pathways in eukaryotes; many prokaryotes also possess Ago-encoding genes, but their physiological role has remained unknown. John van der Oost and colleagues now show that prokaryotic Ago — from the bacterium Thermus thermophilus — protects the cell against invasion by foreign DNA, rather than RNA. In this case, Ago is loaded with small interfering DNAs similar to those derived from plasmid DNA, which bind and cleave complementary DNAs. RNA interference is widely distributed in eukaryotes and has a variety of functions, including antiviral defence and gene regulation1,2. All RNA interference pathways use small single-stranded RNA (ssRNA) molecules that guide proteins of the Argonaute (Ago) family to complementary ssRNA targets: RNA-guided RNA interference1,2. The role of prokaryotic Ago variants has remained elusive, although bioinformatics analysis has suggested their involvement in host defence3. Here we demonstrate that Ago of the bacterium Thermus thermophilus (TtAgo) acts as a barrier for the uptake and propagation of foreign DNA. In vivo, TtAgo is loaded with 5′-phosphorylated DNA guides, 13–25 nucleotides in length, that are mostly plasmid derived and have a strong bias for a 5′-end deoxycytidine. These small interfering DNAs guide TtAgo to cleave complementary DNA strands. Hence, despite structural homology to its eukaryotic counterparts, TtAgo functions in host defence by DNA-guided DNA interference.

CRISPR-Cas is a prokaryotic adaptive immune system that provides sequence-specific defense against foreign nucleic acids. Here we report the structure and function of the effector complex of the Type III-A CRISPR-Cas system of Thermus thermophilus: the Csm complex (TtCsm). TtCsm is composed of five different protein subunits (Csm1–Csm5) with an uneven stoichiometry and a single crRNA of variable size (35–53 nt). The TtCsm crRNA content is similar to the Type III-B Cmr complex, indicating that crRNAs are shared among different subtypes. A negative stain EM structure of the TtCsm complex exhibits the characteristic architecture of Type I and Type III CRISPR-associated ribonucleoprotein complexes. crRNA-protein crosslinking studies show extensive contacts between the Csm3 backbone and the bound crRNA. We show that, like TtCmr, TtCsm cleaves complementary target RNAs at multiple sites. Unlike Type I complexes, interference by TtCsm does not proceed via initial base pairing by a seed sequence.

The CRISPR-Cas system is a prokaryotic host defense system against genetic elements. The Type III-B CRISPR-Cas system of the bacterium Thermus thermophilus, the TtCmr complex, is composed of six different protein subunits (Cmr1-6) and one crRNA with a stoichiometry of Cmr112131445361:crRNA1. The TtCmr complex copurifies with crRNA species of 40 and 46 nt, originating from a distinct subset of CRISPR loci and spacers. The TtCmr complex cleaves the target RNA at multiple sites with 6 nt intervals via a 5' ruler mechanism. Electron microscopy revealed that the structure of TtCmr resembles a "sea worm" and is composed of a Cmr2-3 heterodimer "tail," a helical backbone of Cmr4 subunits capped by Cmr5 subunits, and a curled "head" containing Cmr1 and Cmr6. Despite having a backbone of only four Cmr4 subunits and being both longer and narrower, the overall architecture of TtCmr resembles that of Type I Cascade complexes.

Summary Characteristic properties of type III CRISPR-Cas systems include recognition of target RNA (rather than DNA) and the subsequent induction of a multifaceted immune response. This involves sequence-specific cleavage of a target RNA and production of cyclic oligoadenylate (cOA) second messenger molecules that may trigger dormancy or cell death. In this study, we discovered that a largely exposed seed region at the 3’ end of the crRNA is essential for target RNA binding and cleavage, whereas base pairing at a unique region at the 5’ end of the guide is required to trigger cOA production. Moreover, we uncovered that the natural variation in the composition of type III complexes within a single host results in different guide lengths, and hence variable seed regions. This shifting seed may prevent escape by invading genetic elements, while controlling cOA production very tightly to prevent unnecessary damage to the host. Lastly, we used these findings to develop a new diagnostic tool, named SCOPE, which was used for the specific detection of SARS-CoV-2 from human nasal swab samples, showing sensitivities in the atto-molar range.

Increasing evidence shows that many human-targeted drugs alter the gut microbiome, leading to implications for host health. However, much less is known about the mechanisms by which drugs target the microbiome and how drugs affect microbial function. Here we combined quantitative microbiome profiling, long-read metagenomics, stable isotope probing and single-cell chemical imaging to investigate the impact of two widely prescribed nervous system-targeted drugs on the gut microbiome. Ex vivo supplementation of physiologically relevant concentrations of entacapone or loxapine succinate to faecal samples significantly impacted the abundance of up to one third of the microbial species present. Importantly, we demonstrate that the impact of these drugs on microbial metabolism is much more pronounced than their impact on abundances, with low concentrations of drugs reducing the activity, but not the abundance of key microbiome members like Bacteroides, Ruminococcus or Clostridium species. We further demonstrate that entacapone impacts the microbiome due to its ability to complex and deplete available ferric iron, and that microbial growth can be rescued by replenishing levels of microbiota-accessible iron. Remarkably, entacapone-induced iron starvation selected for iron-scavenging organisms carrying antimicrobial resistance and virulence genes. Collectively, our study unveils the impact of two under-investigated drugs on whole microbiomes and identifies metal sequestration as a mechanism of drug-induced microbiome disturbance.

ABSTRACT Stalled fork protection pathway mediated by BRCA1/2 proteins is critical for replication fork stability that has implications in tumorigenesis. However, it is unclear if additional mechanisms are required to maintain replication fork stability. We describe a novel mechanism by which the chromatin remodeler SMARCAD1 stabilizes active replication forks that is essential for resistance towards replication poisons. We find that loss of SMARCAD1 results in toxic enrichment of 53BP1 at replication forks which mediates untimely dissociation of PCNA via the PCNA-unloader, ATAD5. Faster dissociation of PCNA causes frequent fork stalling, inefficient fork restart and accumulation of single-stranded DNA resulting in genome instability. Although, loss of 53BP1 in SMARCAD1 mutants restore PCNA levels, fork restart efficiency, genome stability and tolerance to replication poisons; this requires BRCA1 mediated fork protection. Interestingly, fork protection challenged BRCA1-deficient naïve- or PARPi-resistant tumors require SMARCAD1 mediated active fork stabilization to maintain unperturbed fork progression and cellular proliferation.