Schistosomiasis is one of the most prevalent parasitic diseases, affecting millions of people in developing countries. Amongst the human-infective species, Schistosoma mansoni is also the most commonly used in the laboratory and here we present the systematic improvement of its draft genome. We used Sanger capillary and deep-coverage Illumina sequencing from clonal worms to upgrade the highly fragmented draft 380 Mb genome to one with only 885 scaffolds and more than 81% of the bases organised into chromosomes. We have also used transcriptome sequencing (RNA-seq) from four time points in the parasite's life cycle to refine gene predictions and profile their expression. More than 45% of predicted genes have been extensively modified and the total number has been reduced from 11,807 to 10,852. Using the new version of the genome, we identified trans-splicing events occurring in at least 11% of genes and identified clear cases where it is used to resolve polycistronic transcripts. We have produced a high-resolution map of temporal changes in expression for 9,535 genes, covering an unprecedented dynamic range for this organism. All of these data have been consolidated into a searchable format within the GeneDB (www.genedb.org) and SchistoDB (www.schistodb.net) databases. With further transcriptional profiling and genome sequencing increasingly accessible, the upgraded genome will form a fundamental dataset to underpin further advances in schistosome research.

Previous articleNext article No AccessNotes and CommentsA Cost of Increased Early Reproductive Effort in the Snail Biomphalaria glabrataDennis J. Minchella and Philip T. LoverdeDennis J. Minchella and Philip T. LoverdePDFPDF PLUS Add to favoritesDownload CitationTrack CitationsPermissionsReprints Share onFacebookTwitterLinkedInRedditEmail SectionsMoreDetailsFiguresReferencesCited by The American Naturalist Volume 118, Number 6Dec., 1981 Published for The American Society of Naturalists Article DOIhttps://doi.org/10.1086/283879 Views: 33Total views on this site Citations: 205Citations are reported from Crossref Copyright 1981 The University of ChicagoPDF download Crossref reports the following articles citing this article:Patricia C. Lopes Anticipating infection: How parasitism risk changes animal physiology, Functional Ecology 37, no.44 (Aug 2022): 821–830.https://doi.org/10.1111/1365-2435.14155Justine Boutry, Sophie Tissot, Narimène Mekaoui, Antoine M. Dujon, Jordan Meliani, Rodrigo Hamede, Beata Ujvari, Benjamin Roche, Aurora M. Nedelcu, Jácint Tokolyi, Frédéric Thomas Tumors alter life history traits in the freshwater cnidarian, Hydra oligactis, iScience 25, no.1010 (Oct 2022): 105034.https://doi.org/10.1016/j.isci.2022.105034M. Yeşim Çelik, Seval Dernekbaşi, Merve Sariipek, Sedat Karayücel The reproductive response of Cornu aspersum to different hibernation conditions, Molluscan Research 139 (Aug 2022): 1–7.https://doi.org/10.1080/13235818.2022.2103891Eevi Savola, Pedro Vale, Craig Walling Larval diet affects adult reproduction, but not survival, independent of the effect of injury and infection in Drosophila melanogaster, Journal of Insect Physiology 56 (Aug 2022): 104428.https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2022.104428Quentin Corbel, Pau Carazo Perception of dead conspecifics increases reproductive investment in fruit flies, Functional Ecology 36, no.88 (Jul 2022): 1834–1844.https://doi.org/10.1111/1365-2435.14108Joseph C. Waddell, William G. R. Crampton Reproductive effort and terminal investment in a multispecies assemblage of Amazon electric fish, Ecological Monographs 92, no.22 (Feb 2022).https://doi.org/10.1002/ecm.1499Alexander G. Maier, Christian Doerig "The sexy side of parasites": How parasites influence host sex and how the sex of the host impacts parasites, Molecular and Biochemical Parasitology 248 (Mar 2022): 111462.https://doi.org/10.1016/j.molbiopara.2022.111462Andrés Valenzuela‐Sánchez, Claudio Azat, Andrew A. Cunningham, Soledad Delgado, Leonardo D. Bacigalupe, Jaime Beltrand, José M. Serrano, Hugo Sentenac, Natashja Haddow, Verónica Toledo, Benedikt R. Schmidt, Hugo Cayuela Interpopulation differences in male reproductive effort drive the population dynamics of a host exposed to an emerging fungal pathogen, Journal of Animal Ecology 91, no.22 (Oct 2021): 308–319.https://doi.org/10.1111/1365-2656.13603Alice Namias, Lynda F. Delph, Curtis M. Lively Parasitic manipulation or by-product of infection: an experimental approach using trematode-infected snails, Journal of Helminthology 96 (Jan 2022).https://doi.org/10.1017/S0022149X21000699Charly Jehan, Camille Sabarly, Thierry Rigaud, Yannick Moret Age‐specific fecundity under pathogenic threat in an insect: Terminal investment versus reproductive restraint, Journal of Animal Ecology 91, no.11 (Oct 2021): 101–111.https://doi.org/10.1111/1365-2656.13604A. C. Alberto-Silva, J. S. Garcia, E. M. Mota, F. G. Martins, J. Pinheiro, C. C. Mello-Silva Reproductive alterations of Biomphalaria glabrata (Say, 1818) infected with Angiostrongylus cantonensis (Chen, 1935) and exposed to Euphorbia milii var. hislopii latex, Brazilian Journal of Biology 82 (Jan 2022).https://doi.org/10.1590/1519-6984.259628Sebastian Kuehr, Verena Kosfeld, Christian Schlechtriem Bioaccumulation assessment of nanomaterials using freshwater invertebrate species, Environmental Sciences Europe 33, no.11 (Jan 2021).https://doi.org/10.1186/s12302-020-00442-2Mariela Rosa‐Casillas, Paola Méndez Jesús, Laura C. Vicente Rodríguez, Mohamed R. Habib, Roger P. Croll, Mark W. Miller Identification and localization of a gonadotropin‐releasing hormone‐related neuropeptide in Biomphalaria , an intermediate host for schistosomiasis, Journal of Comparative Neurology 529, no.99 (Jan 2021): 2347–2361.https://doi.org/10.1002/cne.25099Amy M. Worthington, Clint D. Kelly, Heather Proctor Weak relationships of parasite infection with sexual and life‐history traits in wild‐caught Texas field crickets ( Gryllus texensis ), Ecological Entomology 46, no.11 (Sep 2020): 76–88.https://doi.org/10.1111/een.12943A.A. Davis, J.T. Vannatta, S.O. Gutierrez, D.J. Minchella Lack of trade-offs in host offspring produced during fecundity compensation, Journal of Helminthology 95 (Nov 2021).https://doi.org/10.1017/S0022149X21000651Jacob Schurkman, Adler R. Dillman Entomopathogenic nematode-gastropod interactions, Journal of Nematology 53, no.11 (Jun 2021): 1–10.https://doi.org/10.21307/jofnem-2021-061Nestory Peter Gabagambi, Arne Skorping, Mwita Chacha, Kwendwa Jonathan Kihedu, Adele Mennerat Life history shifts in an exploited African fish following invasion by a castrating parasite, Ecology and Evolution 10, no.2323 (Oct 2020): 13225–13235.https://doi.org/10.1002/ece3.6917Kari Zurowski, Alida F. Janmaat, Todd Kabaluk, Jenny S. Cory Modification of reproductive schedule in response to pathogen exposure in a wild insect: Support for the terminal investment hypothesis, Journal of Evolutionary Biology 33, no.1111 (Aug 2020): 1558–1566.https://doi.org/10.1111/jeb.13691Ted Ozersky, Teofil Nakov, Stephanie E. Hampton, Nicholas L. Rodenhouse, Kara H. Woo, Kirill Shchapov, Katie Wright, Helena V. Pislegina, Lyubov R. Izmest'eva, Eugene A. Silow, Maxim A. Timofeev, Marianne V. Moore Hot and sick? Impacts of warming and a parasite on the dominant zooplankter of Lake Baikal, Limnology and Oceanography 65, no.1111 (Jul 2020): 2772–2786.https://doi.org/10.1002/lno.11550Audrey Arnal, Benjamin Roche, Louis-Clément Gouagna, Antoine Dujon, Beata Ujvari, Vincent Corbel, Franck Remoue, Anne Poinsignon, Julien Pompon, Mathieu Giraudeau, Frédéric Simard, Dorothée Missé, Thierry Lefèvre, Frédéric Thomas Cancer and mosquitoes – An unsuspected close connection, Science of The Total Environment 743 (Nov 2020): 140631.https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.140631Laura A. Brannelly, Hamish I. McCallum, Laura F. Grogan, Cheryl J. Briggs, Maria P. Ribas, Matthijs Hollanders, Thais Sasso, Mariel Familiar López, David A. Newell, Auston M. Kilpatrick, John Drake Mechanisms underlying host persistence following amphibian disease emergence determine appropriate management strategies, Ecology Letters 41 (Oct 2020).https://doi.org/10.1111/ele.13621Mohamed R. Habib, Samah I. Ghoname, Rasha E. Ali, Rasha M.Gad El-Karim, Alaa A. Youssef, Roger P. Croll, Mark W. Miller Biochemical and apoptotic changes in the nervous and ovotestis tissues of Biomphalaria alexandrina following infection with Schistosoma mansoni, Experimental Parasitology 213 (Jun 2020): 107887.https://doi.org/10.1016/j.exppara.2020.107887Frédéric Thomas, Mathieu Giraudeau, Flora Gouzerh, Justine Boutry, François Renaud, Pascal Pujol, Aurélie Tasiemski, Florence Bernex, Antonio Maraver, Emilie Bousquet, Laurent Dormont, Jens Osterkamp, Benjamin Roche, Rodrigo Hamede, Beata Ujvari The evolution of resistance and tolerance as cancer defences, Parasitology 147, no.33 (Dec 2019): 255–262.https://doi.org/10.1017/S0031182019001501Ana Mellado, Regino Zamora, Nicole Rafferty Ecological consequences of parasite host shifts under changing environments: More than a change of partner, Journal of Ecology 108, no.22 (Oct 2019): 788–796.https://doi.org/10.1111/1365-2745.13295Ali L. Hudson, Joshua P. Moatt, Pedro F. Vale Terminal investment strategies following infection are dependent on diet, Journal of Evolutionary Biology 33, no.33 (Nov 2019): 309–317.https://doi.org/10.1111/jeb.13566Sabrina M. McNew, Graham B. Goodman, Janai Yépez R, Dale H. Clayton Parasitism by an invasive nest fly reduces future reproduction in Galápagos mockingbirds, Oecologia 192, no.22 (Jan 2020): 363–374.https://doi.org/10.1007/s00442-019-04582-yM. Parietti, M.J. Merlo, M. Natal, M.A. Méndez Casariego Reproductive compensation in female Palaemonetes argentinus (Decapoda: Natantia) due to Microphallus szidati (Trematoda) infection, Journal of Helminthology 94 (Oct 2020).https://doi.org/10.1017/S0022149X20000917Aidan J. O'Donnell, Samuel S. C. Rund, Sarah E. Reece Time-of-day of blood-feeding: effects on mosquito life history and malaria transmission, Parasites & Vectors 12, no.11 (Jul 2019).https://doi.org/10.1186/s13071-019-3513-9Victoria L. Pike, Suzanne A. Ford, Kayla C. King, Charlotte Rafaluk‐Mohr Fecundity compensation is dependent on the generalized stress response in a nematode host, Ecology and Evolution 9, no.2020 (Oct 2019): 11957–11961.https://doi.org/10.1002/ece3.5704Camille L. Steenrod, Jacob R. Jones, John A. Marino Variation in Trematode Infection in Snails Associated with Land Cover and Water Chemistry in the Central Illinois River Watershed, Journal of Parasitology 105, no.44 (Jul 2019): 546.https://doi.org/10.1645/18-147Beata Ujvari, Jay Fitzpatrick, Nynke Raven, Jens Osterkamp, Frédéric Thomas The Ecology of Cancer, (Mar 2019): 153–174.https://doi.org/10.1007/978-3-030-05855-5_12KL Arundell, A Dubuffet, N Wedell, J Bojko, MSJ Rogers, AM Dunn Podocotyle atomon (Trematoda: Digenea) impacts reproductive behaviour, survival and physiology in Gammarus zaddachi (Amphipoda) on the UK coastline, Diseases of Aquatic Organisms (Jan 2019).https://doi.org/10.3354/dao03416Jenny C. Shaw, Kenneth Wilson Reproductive Behavior and Parasites: Invertebrates, (Jan 2019): 718–726.https://doi.org/10.1016/B978-0-12-809633-8.20830-3Susan Y. S. Wang, Glenn J. Tattersall, and Janet Koprivnikar Trematode Parasite Infection Affects Temperature Selection in Aquatic Host Snails, Physiological and Biochemical Zoology 92, no.11 (Nov 2018): 71–79.https://doi.org/10.1086/701236Claire Cayol, Anna Giermek, Andrea Gomez-Chamorro, Jukka Hytönen, Eva Riikka Kallio, Tapio Mappes, Jemiina Salo, Maarten Jeroen Voordouw, Esa Koskela Borrelia afzelii alters reproductive success in a rodent host, Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 285, no.18841884 (Aug 2018): 20181056.https://doi.org/10.1098/rspb.2018.1056Eva J. P. Lievens, Julie Perreau, Philip Agnew, Yannis Michalakis, Thomas Lenormand Decomposing parasite fitness reveals the basis of specialization in a two-host, two-parasite system, Evolution Letters 2, no.44 (Jul 2018): 390–405.https://doi.org/10.1002/evl3.65Tracey Russell, Thomas Madsen, Frédéric Thomas, Nynke Raven, Rodrigo Hamede, Beata Ujvari Oncogenesis as a Selective Force: Adaptive Evolution in the Face of a Transmissible Cancer, BioEssays 40, no.33 (Feb 2018): 1700146.https://doi.org/10.1002/bies.201700146Kristin R. Duffield, Kylie J. Hampton, Thomas M. Houslay, John Hunt, James Rapkin, Scott K. Sakaluk, Ben M. Sadd Age‐dependent variation in the terminal investment threshold in male crickets, Evolution 72, no.33 (Feb 2018): 578–589.https://doi.org/10.1111/evo.13443Charlotte Rafaluk-Mohr, Sophia Wagner, Gerrit Joop Cryptic changes in immune response and fitness in Tribolium castaneum as a consequence of coevolution with Beauveria bassiana, Journal of Invertebrate Pathology 152 (Feb 2018): 1–7.https://doi.org/10.1016/j.jip.2017.12.003Lee-Jin Bong, Wu-Chun Tu, Kok-Boon Neoh, Chin-Gi Huang, Rou-Xing Ting The Effect of Insecticidal Stress on Reproductive Output of Susceptible and Field Strains of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae), Journal of Medical Entomology 55, no.11 (Oct 2017): 36–42.https://doi.org/10.1093/jme/tjx191Kristin R. Duffield, E. Keith Bowers, Scott K. Sakaluk, Ben M. Sadd A dynamic threshold model for terminal investment, Behavioral Ecology and Sociobiology 71, no.1212 (Dec 2017).https://doi.org/10.1007/s00265-017-2416-zRebecca Nespoli Lima, Paulo Marcos Zech Coelho, Ana Carolina A. Mattos, Clélia Christina Mello Silva, Ronaldo de Carvalho Augusto, Ester Maria Mota, Samaly de Souza, Georgia Correa Atella, Suellen Silva Cabral, George Eduardo Gabriel Kluck, Marta Julia Faro Combined treatment of Biomphalaria glabrata infected by Schistosoma mansoni with oxamniquine and praziquantel: Reproductive histological and metabolic aspects, Experimental Parasitology 183 (Dec 2017): 6–12.https://doi.org/10.1016/j.exppara.2017.10.001Chester Kalinda, Moses J. Chimbari, Samson Mukaratirwa Effect of temperature on the Bulinus globosus — Schistosoma haematobium system, Infectious Diseases of Poverty 6, no.11 (May 2017).https://doi.org/10.1186/s40249-017-0260-zLisa M. Clancy, Amy L. Cooper, Gareth W. Griffith, Roger D. Santer Increased Male-Male Mounting Behaviour in Desert Locusts during Infection with an Entomopathogenic Fungus, Scientific Reports 7, no.11 (Jul 2017).https://doi.org/10.1038/s41598-017-05800-4Jing Guo, Pablo R. Martín, Chunxia Zhang, Jia-en Zhang, Manabu Sakakibara Predation risk affects growth and reproduction of an invasive snail and its lethal effect depends on prey size, PLOS ONE 12, no.1111 (Nov 2017): e0187747.https://doi.org/10.1371/journal.pone.0187747G. Di Giorgio, C. Gilardoni, E. Bagnato, F. Cremonte, C. Ituarte Larval digenean preferences in two sympatric snail species at differing tidal levels off the Atlantic coast of Patagonia, Journal of Helminthology 91, no.66 (Nov 2016): 696–702.https://doi.org/10.1017/S0022149X16000808Adèle Mennerat, Mathias Stølen Ugelvik, Camilla Håkonsrud Jensen, Arne Skorping Invest more and die faster: The life history of a parasite on intensive farms, Evolutionary Applications 10, no.99 (Jun 2017): 890–896.https://doi.org/10.1111/eva.12488Marc Ritter, Martin Kalbe, Tina Henrich Virulence in the three-spined stickleback specific parasite Schistocephalus solidus is inherited additively, Experimental Parasitology 180 (Sep 2017): 133–140.https://doi.org/10.1016/j.exppara.2017.02.016Julia Giehr, Anna V. Grasse, Sylvia Cremer, Jürgen Heinze, Alexandra Schrempf Ant queens increase their reproductive efforts after pathogen infection, Royal Society Open Science 4, no.77 (Jul 2017): 170547.https://doi.org/10.1098/rsos.170547Audrey Arnal, Camille Jacqueline, Beata Ujvari, Lucas Leger, Céline Moreno, Dominique Faugere, Aurélie Tasiemski, Céline Boidin-Wichlacz, Dorothée Misse, François Renaud, Jacques Montagne, Andreu Casali, Benjamin Roche, Frédéric Mery, Frédéric Thomas Cancer brings forward oviposition in the fly Drosophila melanogaster, Ecology and Evolution 7, no.11 (Dec 2016): 272–276.https://doi.org/10.1002/ece3.2571Laura A. Brannelly, Rebecca Webb, Lee F. Skerratt, Lee Berger Amphibians with infectious disease increase their reproductive effort: evidence for the terminal investment hypothesis, Open Biology 6, no.66 (Jun 2016): 150251.https://doi.org/10.1098/rsob.150251BEATA UJVARI, CHRISTA BECKMANN, PETER A. BIRO, AUDREY ARNAL, AURELIE TASIEMSKI, FRANCOIS MASSOL, MICHEL SALZET, FREDERIC MERY, CELINE BOIDIN-WICHLACZ, DOROTHEE MISSE, FRANCOIS RENAUD, MARION VITTECOQ, TAZZIO TISSOT, BENJAMIN ROCHE, ROBERT POULIN, FREDERIC THOMAS Cancer and life-history traits: lessons from host–parasite interactions, Parasitology 143, no.55 (Feb 2016): 533–541.https://doi.org/10.1017/S0031182016000147 The Pond, (Mar 2016): 62–78.https://doi.org/10.1002/9781118874844.ch6Hannah F. Tavalire, Michael S. Blouin, Michelle L. Steinauer Genotypic variation in host response to infection affects parasite reproductive rate, International Journal for Parasitology 46, no.22 (Feb 2016): 123–131.https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2015.10.001Matías J. Merlo, Romina B. Ituarte, Manuela Parietti Influence of Microphallus szidati Martorelli, 1986 (Trematoda) on the fecundity of the second intermediate host, Palaemonetes argentinus Nobili, 1901 (Decapoda: Natantia), Journal of Crustacean Biology 36, no.11 (Jan 2016): 94–98.https://doi.org/10.1163/1937240X-00002394Enikő Gyuris, Júlia Fruzsina Hankó, Orsolya Feró, Zoltán Barta Personality and ectoparasitic mites (Hemipteroseius adleri) in firebugs (Pyrrhocoris apterus), Behavioural Processes 122 (Jan 2016): 67–74.https://doi.org/10.1016/j.beproc.2015.11.011Alyssa M. Gleichsner, Jessica A. Cleveland, Dennis J. Minchella , Evolution 70, no.1111 ( 2016): 2640.https://doi.org/10.1111/evo.13061LM Chiaverano, WM Graham, JH Costello Parasites alter behavior, reproductive output, and growth patterns of Aurelia medusae in a marine lake, Marine Ecology Progress Series 540 (Nov 2015): 87–98.https://doi.org/10.3354/meps11513K. R. Duffield, J. Hunt, J. Rapkin, B. M. Sadd, S. K. Sakaluk Terminal investment in the gustatory appeal of nuptial food gifts in crickets, Journal of Evolutionary Biology 28, no.1010 (Aug 2015): 1872–1881.https://doi.org/10.1111/jeb.12703Simon P. Daoust, Kayla C. King, Jacques Brodeur, Bernard D. Roitberg, Benjamin Roche, Frédéric Thomas Making the best of a bad situation: host partial resistance and bypass of behavioral manipulation by parasites?, Trends in Parasitology 31, no.99 (Sep 2015): 413–418.https://doi.org/10.1016/j.pt.2015.05.007H. Staudacher, S. B. J. Menken, A. T. Groot Effects of immune challenge on the oviposition strategy of a noctuid moth, Journal of Evolutionary Biology 28, no.88 (Jul 2015): 1568–1577.https://doi.org/10.1111/jeb.12677J. Vézilier, A. Nicot, S. Gandon, A. Rivero Plasmodium infection brings forward mosquito oviposition, Biology Letters 11, no.33 (Mar 2015): 20140840.https://doi.org/10.1098/rsbl.2014.0840Mark Pyron, Kenneth M. Brown Introduction to Mollusca and the Class Gastropoda, (Jan 2015): 383–421.https://doi.org/10.1016/B978-0-12-385026-3.00018-8Clint D. Kelly, Melissa S.C. Telemeco, Lyric C. Bartholomay Are attractive male crickets better able to pay the costs of an immune challenge?, PeerJ 3 (Dec 2015): e1501.https://doi.org/10.7717/peerj.1501David C. Heins, Kelly A. Barry, Laura A. Petrauskas Consistency of host responses to parasitic infection in the three-spined stickleback fish infected by the diphyllobothriidean cestode Schistocephalus solidus, Biological Journal of the Linnean Society 113, no.44 (Oct 2014): 958–968.https://doi.org/10.1111/bij.12392DAVID C. HEINS, JOHN A. BAKER Fecundity compensation and fecundity reduction among populations of the three-spined stickleback infected by Schistocephalus solidus in Alaska, Parasitology 141, no.88 (Apr 2014): 1088–1096.https://doi.org/10.1017/S0031182014000535Edyta Podmokła, Anna Dubiec, Szymon M. Drobniak, Aneta Arct, Lars Gustafsson, Mariusz Cichoń Avian malaria is associated with increased reproductive investment in the blue tit, Journal of Avian Biology 45, no.33 (Jan 2014): 219–224.https://doi.org/10.1111/j.1600-048X.2013.00284.xD. M. Soper, K. C. King, D. Vergara, C. M. Lively Exposure to parasites increases promiscuity in a freshwater snail, Biology Letters 10, no.44 (Apr 2014): 20131091.https://doi.org/10.1098/rsbl.2013.1091A Diamant, SBS Rothman, M Goren, BS Galil, MB Yokes, A Szitenberg, D Huchon Biology of a new xenoma-forming gonadotropic microsporidium in the invasive blotchfin dragonet Callionymus filamentosus, Diseases of Aquatic Organisms 109, no.11 (Apr 2014): 35–54.https://doi.org/10.3354/dao02718Gabriel E. Leventhal, Robert P. Dünner, and Seth M. Barribeau Delayed Virulence and Limited Costs Promote Fecundity Compensation upon Infection., The American Naturalist 183, no.44 (Jul 2015): 480–493.https://doi.org/10.1086/675242Anja Bürkli, Erik Postma GENETIC CONSTRAINTS UNDERLYING HUMAN REPRODUCTIVE TIMING IN A PREMODERN SWISS VILLAGE, Evolution 68, no.22 (Oct 2013): 526–537.https://doi.org/10.1111/evo.12287Gary M. Barker Biology of the Introduced Biocontrol Agent Microctonus hyperodae (Hymenoptera: Braconidae) and Its Host Listronotus bonariensis (Coleoptera: Curculionidae) in Northern New Zealand, Environmental Entomology 42, no.55 (Oct 2013): 902–914.https://doi.org/10.1603/EN11248Fanny Vogelweith, Yannick Moret, Denis Thiery, Jérôme Moreau, Guy Smagghe Lobesia botrana Larvae Develop Faster in the Presence of Parasitoids, PLoS ONE 8, no.88 (Aug 2013): e72568.https://doi.org/10.1371/journal.pone.0072568Juhan Javoiš A two-resource model of terminal investment, Theory in Biosciences 132, no.22 (Feb 2013): 123–132.https://doi.org/10.1007/s12064-013-0176-5Marta Julia Faro, Mariana Perazzini, Lygia dos Reis Corrêa, Clélia Christina Mello-Silva, Jairo Pinheiro, Ester Maria Mota, Samaly de Souza, Zilton de Andrade, Arnaldo Maldonado Júnior Biological, biochemical and histopathological features related to parasitic castration of Biomphalaria glabrata infected by Schistosoma mansoni, Experimental Parasitology 134, no.22 (Jun 2013): 228–234.https://doi.org/10.1016/j.exppara.2013.03.020M. Ibikounlé, G. Mouahid, R. Mintsa Nguéma, N.G. Sakiti, D. Kindé-Gasard, A. Massougbodji, H. Moné Life-history traits indicate local adaptation of the schistosome parasite, Schistosoma mansoni, to its snail host, Biomphalaria pfeifferi, Experimental Parasitology 132, no.44 (Dec 2012): 501–507.https://doi.org/10.1016/j.exppara.2012.09.020Jamie G. Suski, Christopher J. Salice, Reynaldo Patiño Species-specific and transgenerational responses to increasing salinity in sympatric freshwater gastropods, Environmental Toxicology and Chemistry 31, no.1111 (Aug 2012): 2517–2524.https://doi.org/10.1002/etc.1972Nadia Delgado, Deborah Vallejo, Mark W. Miller Localization of serotonin in the nervous system of Biomphalaria glabrata, an intermediate host for schistosomiasis, The Journal of Comparative Neurology 520, no.1414 (Aug 2012): 3236–3255.https://doi.org/10.1002/cne.23095P. F. Vale, T. J. Little Fecundity compensation and tolerance to a sterilizing pathogen in D aphnia , Journal of Evolutionary Biology 25, no.99 (Aug 2012): 1888–1896.https://doi.org/10.1111/j.1420-9101.2012.02579.xJacobus C. de Roode, Thierry Lefèvre Behavioral Immunity in Insects, Insects 3, no.33 (Aug 2012): 789–820.https://doi.org/10.3390/insects3030789Yiding Yang, Zhilan Feng, Dashun Xu, Gregory J. Sandland, Dennis J. Minchella Evolution of host resistance to parasite infection in the snail–schistosome–human system, Journal of Mathematical Biology 65, no.22 (Jul 2011): 201–236.https://doi.org/10.1007/s00285-011-0457-xDAVID C. HEINS Fecundity compensation in the three-spined stickleback Gasterosteus aculeatus infected by the diphyllobothriidean cestode Schistocephalus solidus, Biological Journal of the Linnean Society 106, no.44 (May 2012): 807–819.https://doi.org/10.1111/j.1095-8312.2012.01907.xKaitlin M. Bonner, Christopher J. Bayne, Maureen K. Larson, Michael S. Blouin, Matty Knight Effects of Cu/Zn Superoxide Dismutase (sod1) Genotype and Genetic Background on Growth, Reproduction and Defense in Biomphalaria glabrata, PLoS Neglected Tropical Diseases 6, no.66 (Jun 2012): e1701.https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0001701Laëtitia Minguez, Thierry Buronfosse, Laure Giambérini, Roman Ganta Different Host Exploitation Strategies in Two Zebra Mussel-Trematode Systems: Adjustments of Host Life History Traits, PLoS ONE 7, no.33 (Mar 2012): e34029.https://doi.org/10.1371/journal.pone.0034029Gita R. Kolluru, Zachary S. Green, Larisa K. Vredevoe, Matthew R. Kuzma, Sera N. Ramadan, Marc R. Zosky Parasite infection and sand coarseness increase sand crab (Emerita analoga) burrowing time, Behavioural Processes 88, no.33 (Nov 2011): 184–191.https://doi.org/10.1016/j.beproc.2011.09.004Krista Gooderham, Albrecht Schulte-Hostedde Macroparasitism influences reproductive success in red squirrels (Tamiasciurus hudsonicus), Behavioral Ecology 22, no.66 (Jul 2011): 1195–1200.https://doi.org/10.1093/beheco/arr112Geetanchaly Nadarasah, John Stavrinides Insects as alternative hosts for phytopathogenic bacteria, FEMS Microbiology Reviews 35, no.33 (May 2011): 555–575.https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.2011.00264.xLisa E. Schwanz, Maarten J. Voordouw, Dustin Brisson, Richard S. Ostfeld Borrelia burgdorferi Has Minimal Impact on the Lyme Disease Reservoir Host Peromyscus leucopus, Vector-Borne and Zoonotic Diseases 11, no.22 (Feb 2011): 117–124.https://doi.org/10.1089/vbz.2009.0215Judith Humphries Effects of Larval Schistosomes on Biomphalaria Snails, (Sep 2010): 103–125.https://doi.org/10.1007/978-1-4419-7028-2_5Jose-Guillermo Esteban, Carla Muñoz-Antoli, Maria Trelis, Rafael Toledo Effects of Nonschistosome Larval Trematodes on Biomphalaria Snails, (Sep 2010): 127–157.https://doi.org/10.1007/978-1-4419-7028-2_6Lisa E. Schwanz, Dustin Brisson, Maria Gomes-Solecki, Richard S. Ostfeld Linking disease and community ecology through behavioural indicators: immunochallenge of white-footed mice and its ecological impacts, Journal of Animal Ecology 80, no.11 (Aug 2010): 204–214.https://doi.org/10.1111/j.1365-2656.2010.01745.xEstelle Martin, Sara Moutailler, Yoann Madec, Anna-Bella Failloux Differential responses of the mosquito Aedes albopictus from the Indian Ocean region to two chikungunya isolates, BMC Ecology 10, no.11 (Mar 2010).https://doi.org/10.1186/1472-6785-10-8L. T. Reaney, R. J. Knell Immune activation but not male quality affects female current reproductive investment in a dung beetle, Behavioral Ecology 21, no.66 (Nov 2010): 1367–1372.https://doi.org/10.1093/beheco/arq139Erin M. Lehmer, Jeremy D. Jones, Mariana G. Bego, Johanna M. Varner, Stephen St. Jeor, Christine A. Clay, and M. Denise Dearing Long‐Term Patterns of Immune Investment by Wild Deer Mice Infected with Sin Nombre Virus E. M. Lehmer, J. D. Jones, M. G. Bego, J. M. Varner, S. St. Jeor, C. A. Clay, and M. D. Dearing, Physiological and Biochemical Zoology 83, no.55 (Jul 2015): 847–857.https://doi.org/10.1086/656215Crystal M. Vincent, Susan M. Bertram Reproductive Compensation: A Review of the Gryllus spp.—Ormia ochracea Host-Parasitoid System, Journal of Insect Behavior 23, no.55 (Jun 2010): 340–347.https://doi.org/10.1007/s10905-010-9217-9DAVID C. HEINS, JOHN A. BAKER, MELISSA A. TOUPS, EMILY L. BIRDEN Evolutionary significance of fecundity reduction in threespine stickleback infected by the diphyllobothriidean cestode Schistocephalus solidus, Biological Journal of the Linnean Society 100, no.44 (Jul 2010): 835–846.https://doi.org/10.1111/j.1095-8312.2010.01486.xMarisa Cristina de Almeida Guimarães, Cynthia Muniz, Fernanda Yoshika Takahashi, Fernanda Pires Ohlweiler, Toshie Kawano, Delsio Natal, , , The effects of the experimental infection from a focus of transmission of Schistosoma mansoni in a population of Biomphalaria tenagophila (D'Orbigny, 1835) in the region of "Vale do Ribeira de Iguape", Brazil, Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo 52, no.22 (Apr 2010): 101–105.https://doi.org/10.1590/S0036-46652010000200007J.C. Shaw Reproductive Behavior and Parasites: Invertebrates, (Jan 2010): 41–48.https://doi.org/10.1016/B978-0-08-045337-8.00142-X Literature Citations, (Jan 2010): 1022–1194.https://doi.org/10.1016/B978-0-12-374855-3.00027-3Crystal M. Vincent, Susan M. Bertram Crickets groom to avoid lethal parasitoids, Animal Behaviour 79, no.11 (Jan 2010): 51–56.https://doi.org/10.1016/j.anbehav.2009.10.001E. Chapuis Correlation between parasite prevalence and adult size in a trematode-mollusc system: evidence for evolutionary gigantism in the freshwater snail Galba truncatula?, Journal of Molluscan Studies 75, no.44 (Jun 2009): 391–396.https://doi.org/10.1093/mollus/eyp035A.I. Granovitch, E.B. Yagunova, A.N. Maximovich, I.M. Sokolova Elevated female fecundity as a possible compensatory mechanism in response to trematode infestation in populations of Littorina saxatilis (Olivi), International Journal for Parasitology 39, no.99 (Jul 2009): 1011–1019.https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2009.02.014Thierry Lefèvre, Shelley A. Adamo, David G. Biron, Dorothée Missé, David Hughes, Frédéric Thomas Chapter 3 Invasion of the Body Snatchers, (Jan 2009): 45–83.https://doi.org/10.1016/S0065-308X(08)00603-9Fleur Ponton, David Duneau, Marta I. Sánchez, Alexandre Courtiol, Anatoli T. Terekhin, Elena V. Budilova, François Renaud, Frédéric Thomas Effect of parasite-induced behavioral alterations on juvenile development, Behavioral Ecology 20, no.55 (Jul 2009): 1020–1025.https://doi.org/10.1093/beheco/arp092O. ROTH, J. KURTZ The stimulation of immune defence accelerates development in the red flour beetle ( Tribolium castaneum ), Journal of Evolutionary Biology 21, no.66 (Nov 2008): 1703–1710.https://doi.org/10.1111/j.1420-9101.2008.01584.xThierry Lefèvre, Benjamin Roche, Robert Poulin, Hilary Hurd, François Renaud, Frédéric Thomas Exploiting host compensatory responses: the 'must' of manipulation?, Trends in Parasitology 24, no.1010 (Oct 2008): 435–439.https://doi.org/10.1016/j.pt.2008.06.006Israel Pagán, Carlos Alonso-Blanco, Fernando García-Arenal, Edward C. Holmes Host Responses in Life-History Traits and Tolerance to Virus Infection in Arabidopsis thaliana, PLoS Pathogens 4, no.88 (Aug 2008): e1000124.https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1000124L. E. Schwanz Persistent effects of maternal parasitic infection on offspring fitness: implications for adaptive reproductive strategies when parasitized, Functional Ecology 22, no.44 (Aug 2008): 691–698.https://doi.org/10.1111/j.1365-2435.2008.01397.xA. MARZAL, S. BENSCH, M. REVIRIEGO, J. BALBONTIN, F. DE LOPE Effects of malaria double infection in birds: one plus one is not two, Journal of Evolutionary Biology 21, no.44 (Jul 2008): 979–987.https://doi.org/10.1111/j.1420-9101.2008.01545.xLisa E. Schwanz Chronic parasitic infection alters reproductive output in deer mice, Behavioral

ABSTRACT Do mutations required for adaptation occur de novo , or are they segregating within populations as standing genetic variation? This question is key to understanding adaptive change in nature, and has important practical consequences for the evolution of drug resistance. We provide evidence that alleles conferring resistance to oxamniquine (OXA), an antischistosomal drug, are widespread in natural parasite populations under minimal drug pressure and predate OXA deployment. OXA has been used since the 1970s to treat Schistosoma mansoni infections in the New World where S. mansoni established during the slave trade. Recessive loss-of-function mutations within a parasite sulfotransferase (SmSULT-OR) underlie resistance, and several verified resistance mutations, including a deletion (p.E142del), have been identified in the New World. Here we investigate sequence variation in SmSULT-OR in S. mansoni from the Old World, where OXA has seen minimal usage. We sequenced exomes of 204 S. mansoni parasites from West Africa, East Africa and the Middle East, and scored variants in SmSULT-OR and flanking regions. We identified 39 non-synonymous SNPs, 4 deletions, 1 duplication and 1 premature stop codon in the SmSULT-OR coding sequence, including one confirmed resistance deletion (p.E142del). We expressed recombinant proteins and used an in vitro OXA activation assay to functionally validate the OXA-resistance phenotype for four predicted OXA-resistance mutations. Three aspects of the data are of particular interest: (i) segregating OXA-resistance alleles are widespread in Old World populations (4.29 – 14.91% frequency), despite minimal OXA usage, (ii) two OXA-resistance mutations (p.W120R, p.N171IfsX28) are particularly common (>5%) in East African and Middle-Eastern populations, (iii) the p.E142del allele has identical flanking SNPs in both West Africa and Puerto Rico, suggesting that parasites bearing this allele colonized the New World during the slave trade and therefore predate OXA deployment. We conclude that standing variation for OXA resistance is widespread in S. mansoni . AUTHOR SUMMARY It has been argued that drug resistance is unlikely to spread rapidly in helminth parasites infecting humans. This is based, at least in part, on the premise that resistance mutations are rare or absent within populations prior to treatment, and take a long time to reach appreciable frequencies because helminth parasite generation time is long. This argument is critically dependent on the starting frequency of resistance alleles – if high levels of “standing variation” for resistance are present prior to deployment of treatment, resistance may spread rapidly. We examined frequencies of oxamniquine resistance alleles present in Schistosoma mansoni from Africa and the Middle East where oxamniquine has seen minimal use. We found that oxamniquine resistance alleles are widespread in the Old World, ranging from 4.29% in the Middle East to 14.91% in East African parasite populations. Furthermore, we show that resistance alleles from West African and the Caribbean schistosomes share a common origin, suggesting that these alleles travelled to the New World with S. mansoni during the transatlantic slave trade. Together, these results demonstrate extensive standing variation for oxamniquine resistance. Our results have important implications for both drug treatment policies and drug development efforts, and demonstrate the power of molecular surveillance approaches for guiding helminth control.

Abstract Mass treatment with praziquantel (PZQ) monotherapy is the mainstay for schistosomiasis treatment. This drug shows imperfect cure rates in the field and parasites showing reduced PZQ response can be selected in the laboratory, but the extent of resistance in Schistosoma mansoni populations is unknown. We examined the genetic basis of variation in PZQ response in a S. mansoni population (SmLE-PZQ-R) selected with PZQ in the laboratory: 35% of these worms survive high dose (73 µg/mL) PZQ treatment. We used genome wide association to map loci underlying PZQ response. The major chr. 3 peak contains a transient receptor potential ( Sm.TRPM PZQ ) channel (Smp_246790), activated by nanomolar concentrations of PZQ. PZQ response shows recessive inheritance and marker-assisted selection of parasites at a single Sm.TRPM PZQ SNP enriched populations of PZQ-resistant (PZQ-ER) and sensitive (PZQ-ES) parasites showing >377 fold difference in PZQ response. The PZQ-ER parasites survived treatment in rodents better than PZQ-ES. Resistant parasites show 2.25-fold lower expression of Sm.TRPM PZQ than sensitive parasites. Specific chemical blockers of Sm.TRPM PZQ enhanced PZQ resistance, while Sm.TRPM PZQ activators increased sensitivity. A single SNP in Sm.TRPM PZQ differentiated PZQ-ER and PZQ-ES lines, but mutagenesis showed this was not involved in PZQ-response, suggesting linked regulatory changes. We surveyed Sm.TRPM PZQ sequence variation in 259 parasites from the New and Old World revealing one nonsense mutation that results in a truncated protein with no PZQ-binding site. Our results demonstrate that Sm.TRPM PZQ underlies variation in PZQ response in S. mansoni and provides an approach for monitoring emerging PZQ-resistance alleles in schistosome elimination programs. One Sentence Summary A transient receptor potential channel determines variation in praziquantel-response in Schistosoma mansoni .

ABSTRACT Since the first complete set of Platyhelminth nuclear receptors (NRs) from Schistosoma mansoni were identified a decade ago, more flatworm genome data is available to identify their NR complement and to analyze the evolutionary relationship of Platyhelminth NRs. NRs are important transcriptional modulators that regulate development, differentiation and reproduction of animals. In this study, NRs are identified in genome databases of thirty-three species including in all Platyhelminth classes (Rhabditophora, Monogenea, Cestoda and Trematoda). Phylogenetic analysis shows that NRs in Platyhelminths follow two different evolutionary lineages: 1) NRs in a free-living freshwater flatworm ( Schmidtea mediterranea ) and all parasitic flatworms share the same evolutionary lineage with extensive gene loss. 2) NRs in a free-living intertidal zone flatworm ( Macrostomum lignano ) follow a different evolutionary lineage with a feature of multiple gene duplication and gene divergence. The DNA binding domain (DBD) is the most conserved region in NRs which contains two C4-type zinc finger motifs. A novel zinc finger motif is identified in parasitic flatworm NRs: the second zinc finger of parasitic Platyhelminth HR96b possesses a CHC2 motif which is not found in NRs of all other animals. In this study, novel NRs (members of NR subfamily 3 and 6) are identified in flatworms, this result demonstrates that members of all six classical NR subfamilies are present in the Platyhelminth phylum. NR gene duplication, loss and divergence in Platyhelminths are analyzed along with the evolutionary relationship of Platyhelminth NRs.

Abstract Schistosoma mansoni, a snail-vectored, blood fluke that infects humans, was introduced into the Americas from Africa during the Trans-Atlantic slave trade. As this parasite shows strong specificity to the snail intermediate host, we expected that adaptation to S. American Biomphalaria spp. snails would result in population bottlenecks and strong signatures of selection. We scored 475,081 single nucleotide variants (SNVs) in 143 S. mansoni from the Americas (Brazil, Guadeloupe, and Puerto Rico) and Africa (Cameroon, Niger, Senegal, Tanzania, and Uganda), and used these data to ask: (i) Was there a population bottleneck during colonization? (ii) Can we identify signatures of selection associated with colonization? And (iii) what were the source populations for colonizing parasites? We found a 2.4-2.9-fold reduction in diversity and much slower decay in linkage disequilibrium (LD) in parasites from East to West Africa. However, we observed similar nuclear diversity and LD in West Africa and Brazil, suggesting no strong bottlenecks and limited barriers to colonization. We identified five genome regions showing selection in the Americas, compared with three in West Africa and none in East Africa, which we speculate may reflect adaptation during colonization. Finally, we infer that unsampled African populations from central African regions between Benin and Angola, with contributions from Niger, are likely the major source(s) for Brazilian S. mansoni . The absence of a bottleneck suggests that this is a rare case of a serendipitous invasion, where S. mansoni parasites were preadapted to the Americas and were able to establish with relative ease.

Abstract Human schistosomiasis is a neglected tropical disease caused by Schistosoma mansoni, S. haematobium, and S. japonicum. Praziquantel (PZQ) is the method of choice for treatment. Due to constant selection pressure, there is an urgent need for new therapies for schistosomiasis. Previous treatment of S. mansoni included the use of oxamniquine (OXA), a drug that is activated by a schistosome sulfotransferase (SULT). Guided by data from X-ray crystallography and Schistosoma killing assays more than 350 OXA derivatives were designed, synthesized, and tested. We were able to identify CIDD-0150 610 and CIDD-0150 303 as potent derivatives in vitro that kill (100%) of all three Schistosoma species at a final concentration of 71.5 µM. We evaluated the efficacy of the best OXA derivates in an in vivo model after treatment with a single dose of 100 mg/kg by oral gavage. The highest rate of worm burden reduction was achieved by CIDD-150 303 (81.8%) against S. mansoni , CIDD-0149 830 (80.2%) against S. haematobium and CIDD-066 790 (86.7%) against S. japonicum . We have also evaluated the ability of the derivatives to kill immature stages since PZQ does not kill immature schistosomes. CIDD-0150 303 demonstrated (100%) killing for all life stages at a final concentration of 143 µM in vitro and effective reduction in worm burden in vivo against S. mansoni . To understand how OXA derivatives fit in the SULT binding pocket, X-ray crystal structures of CIDD-0150 303 and CIDD-0150 610 demonstrate that the SULT active site will accommodate further modifications to our most active compounds as we fine tune them to increase favorable pharmacokinetic properties. Treatment with a single dose of 100 mg/kg by oral gavage with co-dose of PZQ + CIDD-0150303 reduced the worm burden of PZQ resistant parasites in an animal model by 90.8%. Therefore, we conclude that CIDD-0150 303 , CIDD-0149 830 and CIDD-066 790 are novel drugs that overcome some of PZQ limitations, and CIDD-0150 303 can be used with PZQ in combination therapy. Author Summary Human schistosomiasis is a neglected tropical disease caused by parasitic worms in the genus Schistosoma . Human schistosomiasis is caused mainly by three major species: S. mansoni, S. haematobium, and S. japonicum. It affects some 229 million people in 78 countries. Currently, there is no effective vaccine against human schistosomiasis. Praziquantel is the method of choice for treatment and evidence for drug resistance has been reported. Our focus is drug discovery for schistosomiasis. Our project team is designing, synthesizing, and testing reengineered derivatives of oxamniquine against the three human species of Schistosoma . The aim is to develop a new drug for schistosomiasis to overcome developing resistance and improve efficacy. We developed and identified compounds that kill all three human Schistosoma species in addition to a PZQ-resistant strain in animal models. Additionally, animal studies demonstrate that combination treatment of reengineered oxamniquine drugs and praziquantel effectively reduced the infection with a praziquantel resistant strain in infected mice.

ABSTRACT Nuclear receptors (NRs) are important transcriptional modulators in metazoans. Typical NRs possess a conserved DNA binding domain (DBD) and a ligand binding domain (LBD). Since we discovered a type of novel NRs each of them has two DBDs and single LBD (2DBD-NRs) more than decade ago, there has been very few studies about 2DBD-NRs. Recently, 2DBD-NRs have been only reported in Platyhelminths and Mollusca and are thought to be specific NRs to lophotrochozoan. In this study, we searched different databases and identified 2DBD-NRs in different animals from both protostomes and deuterostomes. Phylogenetic analysis shows that at least two ancient 2DBD-NR genes were present in the urbilaterian, a common ancestor of protostomes and deuterostomes. 2DBD-NRs underwent gene duplication and loss after the split of different animal phyla, most of them in a certain animal phylum as paralogues, rather than orthologues, of that in another animal phylum. Amino acid sequence analysis shows that the conserved motifs in typical NRs are also present in 2DBD-NRs and they are gene specific. From our phylogenetic analysis of 2DBD-NRs and following the rule of Nomenclature System for the Nuclear Receptors, a nomenclature for 2DBD-NRs is proposed.