Group A streptococci have evolved multiple strategies to evade human antibodies, making it challenging to create effective vaccines or antibody treatments. Here, we have generated antibodies derived from the memory B cells of an individual who had successfully cleared a group A streptococcal infection. The antibodies bind with high affinity in the central region of the surface-bound M protein. Such antibodies are typically non-opsonic. However, one antibody could effectively promote vital immune functions, including phagocytosis and in vivo protection. Remarkably, this antibody primarily interacts through a bivalent dual-Fab cis mode, where the Fabs bind to two distinct epitopes in the M protein. The dual-Fab cis binding phenomenon is conserved across different groups of M types. In contrast, other antibodies binding with normal single-Fab mode to the same region can not bypass the M protein’s virulent effects. A broadly binding, protective monoclonal antibody could be a candidate for anti-streptococcal therapy. Our findings highlight the concept of dual-Fab cis binding as a means to access conserved, and normally non-opsonic regions, for protective antibody targeting.

Many bacteria can interfere with how antibodies bind to their surfaces. This bacterial antibody targeting makes it challenging to predict the immunological function of bacteria-associated antibodies. The M and M-like proteins of group A streptococci exhibit IgGFc-binding regions, which they use to reverse IgG binding orientation depending on the host environment. Unraveling the mechanism behind these binding characteristics may identify conditions under which bound IgG can drive an efficient immune response. Here, we have developed a biophysical model for describing these complex protein-antibody interactions. We show how the model can be used as a tool for studying various IgG samples’ behaviour by performing in silico simulations and correlating this data with experimental measurements. Besides its use for mechanistic understanding, this model could potentially be used as a tool to predict the effect, as well as aid in the development of antibody treatments. We illustrate this by simulating how IgG binding in serum is altered as specified amounts of monoclonal or pooled IgG is added. Phagocytosis experiments link this altered antibody binding to a physiological function and demonstrate that it is possible to predict the effect of an IgG treatment with our model. Our study gives a mechanistic understanding of bacterial antibody targeting and provides a tool for predicting the effect of antibody treatments.

Group A streptococcus (GAS) is a highly adapted, humanspecific pathogen that is known to manipulate the immune system through various mechanisms. GAS’ M protein constitutes a primary target of the immune system due to its spatial configuration and dominance on the bacterial surface. Antibody responses targeting the M protein have been shown to favor the conserved C region. Such antibodies circumvent antigenic escape and efficiently bind to various M types. The ability of GAS to bind to fibronectin (Fn), a high molecular weight glycoprotein of the extracellular matrix, has long been known to be essential for the pathogen’s evolutionary success and fitness. However, some strains lack the ability to efficiently bind Fn. Instead, they have been found to inefficiently bind Fn via the M protein A-B domains. Here, we show that human antibodies can induce a high-affinity Fn-binding state in M proteins, likely by enhancing the weak A-B domain binding. The antibodies bind to a conserved region of M proteins, and the high-affinity binding only occurs on the individual M proteins with bound specific antibodies. By allowing the binding of antibodies to a certain region in M, and thereby enhancing Fn-binding, GAS exploits the human humoral immune response to efficiently bind Fn without needing to waste energy on the production of additional proteins – potentially giving such strains an evolutionary advantage.

Abstract Introduction The human pathogen Streptococcus pyogenes causes substantial morbidity and mortality. It is unclear if antibodies developed after infections with this pathogen are opsonic and if they are strain-specific or more broadly protective. Here, we quantified the opsonic antibody response following invasive S. pyogenes infection. Materials and Methods Four patients with S. pyogenes bacteremia between 2018-2020 at Skåne University Hospital in Lund, Sweden, were prospectively enrolled. Acute and convalescent sera were obtained, and the S. pyogenes isolates were genome-sequenced ( emm 118, emm 85, and two emm 1). Quantitative antibody binding and phagocytosis assays were used to evaluate isolate-dependent opsonic antibody function in response to infection. Results Antibody binding increased modestly against the infecting isolate and across emm types in convalescent compared to acute sera for all patients. For two patients, phagocytosis increased in convalescent serum for both the infecting isolate and across types. The increase was only across types for one patient, and one had no improvement. No correlation to the clinical outcomes was observed. Conclusion Invasive S. pyogenes infections result in a modestly increased antibody binding with differential opsonic capacity, both non-functional binding and broadly opsonic binding across types. These findings question the dogma that an invasive infection should lead to a strong type-specific antibody increase rather than a more modest but broadly reactive response, as seen in these patients. Furthermore, our results indicate that an increase in antibody titers might not be indicative of an opsonic response and highlight the importance of evaluating antibody function in S. pyogenes infections.

Antibody binding to cell surface proteins plays a crucial role in immunity and the location of an epitope can altogether determine the immunological outcome of a host-target interaction. Techniques available today for epitope identification are costly, time-consuming, and unsuited for high-throughput analysis. Fast and efficient screening of epitope location can be useful for the development of therapeutic monoclonal antibodies and vaccines. In the present work, we have developed a method for imaging-based localization of binding sites on cellular surface proteins. The cellular morphology typically varies, and antibodies often bind in a non-homogenous manner, making traditional particle-averaging strategies challenging for accurate native antibody localization. Nanometer-scale resolution is achieved through localization in one dimension, namely the distance from a bound ligand to a reference surface, by using topological image averaging. Our results show that this method is well suited for antibody binding site measurements on native cell surface morphology.