Bonds between adhesion molecules are often mechanically stressed. A striking example is the tensile force applied to selectin–ligand bonds, which mediate the tethering and rolling of flowing leukocytes on vascular surfaces1,2,3. It has been suggested that force could either shorten bond lifetimes, because work done by the force could lower the energy barrier between the bound and free states4 (‘slip’), or prolong bond lifetimes by deforming the molecules such that they lock more tightly5,6 (‘catch’). Whereas slip bonds have been widely observed7,8,9,10,11,12,13,14, catch bonds have not been demonstrated experimentally. Here, using atomic force microscopy and flow-chamber experiments, we show that increasing force first prolonged and then shortened the lifetimes of P-selectin complexes with P-selectin glycoprotein ligand-1, revealing both catch and slip bond behaviour. Transitions between catch and slip bonds might explain why leukocyte rolling on selectins first increases and then decreases as wall shear stress increases9,15,16. This dual response to force provides a mechanism for regulating cell adhesion under conditions of variable mechanical stress.

Cell function depends on tissue rigidity, which cells probe by applying and transmitting forces to their extracellular matrix, and then transducing them into biochemical signals. Here we show that in response to matrix rigidity and density, force transmission and transduction are explained by the mechanical properties of the actin–talin–integrin–fibronectin clutch. We demonstrate that force transmission is regulated by a dynamic clutch mechanism, which unveils its fundamental biphasic force/rigidity relationship on talin depletion. Force transduction is triggered by talin unfolding above a stiffness threshold. Below this threshold, integrins unbind and release force before talin can unfold. Above the threshold, talin unfolds and binds to vinculin, leading to adhesion growth and YAP nuclear translocation. Matrix density, myosin contractility, integrin ligation and talin mechanical stability differently and nonlinearly regulate both force transmission and the transduction threshold. In all cases, coupling of talin unfolding dynamics to a theoretical clutch model quantitatively predicts cell response. Integrins and talin are parts of a ‘molecular clutch’ that mechanically links the actin cytoskeleton to the extracellular matrix. Elosegui-Artola et al. now reveal a tunable rigidity threshold, above which talin unfolds to mediate force transduction.

Binding of integrins to ligands provides anchorage and signals for the cell, making them prime candidates for mechanosensing molecules. How force regulates integrin–ligand dissociation is unclear. We used atomic force microscopy to measure the force-dependent lifetimes of single bonds between a fibronectin fragment and an integrin α5β1-Fc fusion protein or membrane α5β1. Force prolonged bond lifetimes in the 10–30-pN range, a counterintuitive behavior called catch bonds. Changing cations from Ca2+/Mg2+ to Mg2+/EGTA and to Mn2+ caused longer lifetime in the same 10–30-pN catch bond region. A truncated α5β1 construct containing the headpiece but not the legs formed longer-lived catch bonds that were not affected by cation changes at forces <30 pN. Binding of monoclonal antibodies that induce the active conformation of the integrin headpiece shifted catch bonds to a lower force range. Thus, catch bond formation appears to involve force-assisted activation of the headpiece but not integrin extension.

TCR-pMHC interactions initiate adaptive immune responses, but the mechanism of how such interactions under force induce T cell signaling is unclear. We show that force prolongs lifetimes of single TCR-pMHC bonds for agonists (catch bonds) but shortens those for antagonists (slip bonds). Both magnitude and duration of force are important, as the highest Ca2+ responses were induced by 10 pN via both pMHC catch bonds whose lifetime peaks at this force and anti-TCR slip bonds whose maximum lifetime occurs at 0 pN. High Ca2+ levels require early and rapid accumulation of bond lifetimes, whereas short-lived bonds that slow early accumulation of lifetimes correspond to low Ca2+ responses. Our data support a model in which force on the TCR induces signaling events depending on its magnitude, duration, frequency, and timing, such that agonists form catch bonds that trigger the T cell digitally, whereas antagonists form slip bonds that fail to activate.

Studies of the interaction between T-cell receptors (TCRs) and the peptide-major histocompatibility complex (pMHC), which is central to discrimination between pathogens and self antigens, have generally involved 'three-dimensional' analysis, with one of the interacting partners in solution. The resulting kinetic data have not adequately recorded the T-cell response. In reality TCR–pMHC interactions occur in two dimensions, at points of contact between two cells. Here Huang et al. show that two-dimensional TCR–pMHC-binding parameters accurately match the extent of the T-cell response. Quantification of the interaction of T-cell receptors with their peptide–MHC ligands in two–dimensional membranes is shown to yield larger dissociation rate constants than previous assays where one of the interacting partners was in solution. The T-cell receptor (TCR) interacts with peptide-major histocompatibility complexes (pMHC) to discriminate pathogens from self-antigens and trigger adaptive immune responses. Direct physical contact is required between the T cell and the antigen-presenting cell for cross-junctional binding where the TCR and pMHC are anchored on two-dimensional (2D) membranes of the apposing cells1. Despite their 2D nature, TCR–pMHC binding kinetics have only been analysed three-dimensionally (3D) with a varying degree of correlation with the T-cell responsiveness2,3,4. Here we use two mechanical assays5,6 to show high 2D affinities between a TCR and its antigenic pMHC driven by rapid on-rates. Compared to their 3D counterparts, 2D affinities and on-rates of the TCR for a panel of pMHC ligands possess far broader dynamic ranges that match that of their corresponding T-cell responses. The best 3D predictor of response is the off-rate, with agonist pMHC dissociating the slowest2,3,4. In contrast, 2D off-rates are up to 8,300-fold faster, with the agonist pMHC dissociating the fastest. Our 2D data suggest rapid antigen sampling by T cells and serial engagement of a few agonist pMHCs by TCRs in a large self pMHC background. Thus, the cellular environment amplifies the intrinsic TCR–pMHC binding to generate broad affinities and rapid kinetics that determine T-cell responsiveness.

We report a novel method for measuring forward and reverse kinetic rate constants, kfo and kr0, for the binding of individual receptors and ligands anchored to apposing surfaces in cell adhesion. Not only does the method examine adhesion between a single pair of cells; it also probes predominantly a single receptor-ligand bond. The idea is to quantify the dependence of adhesion probability on contact duration and densities of the receptors and ligands. The experiment was an extension of existing micropipette protocols. The analysis was based on analytical solutions to the probabilistic formulation of kinetics for small systems. This method was applied to examine the interaction between Fcγ receptor IIIA (CD16A) expressed on Chinese hamster ovary cell transfectants and immunogobulin G (IgG) of either human or rabbit origin coated on human erythrocytes, which were found to follow a monovalent biomolecular binding mechanism. The measured rate constants are Ackfo=(2.6±0.32)×10−7μm4 s−1 and kr0=(0.37±0.055) s−1 for the CD16A-hIgG interaction and Ackfo=(5.7±0.31)×10−7μm4 s−1 and kr0=(0.20±0.042) s−1 for the CD16A-rIgG interaction, respectively, where Ac is the contact area, estimated to be a few percent of 3 μm2.

Arterial blood flow enhances glycoprotein Ibα (GPIbα) binding to vWF, which initiates platelet adhesion to injured vessels. Mutations in the vWF A1 domain that cause type 2B von Willebrand disease (vWD) reduce the flow requirement for adhesion. Here we show that increasing force on GPIbα/vWF bonds first prolonged ("catch") and then shortened ("slip") bond lifetimes. Two type 2B vWD A1 domain mutants, R1306Q and R1450E, converted catch bonds to slip bonds by prolonging bond lifetimes at low forces. Steered molecular dynamics simulations of GPIbα dissociating from the A1 domain suggested mechanisms for catch bonds and their conversion by the A1 domain mutations. Catch bonds caused platelets and GPIbα-coated microspheres to roll more slowly on WT vWF and WT A1 domains as flow increased from suboptimal levels, explaining flow-enhanced rolling. Longer bond lifetimes at low forces eliminated the flow requirement for rolling on R1306Q and R1450E mutant A1 domains. Flowing platelets agglutinated with microspheres bearing R1306Q or R1450E mutant A1 domains, but not WT A1 domains. Therefore, catch bonds may prevent vWF multimers from agglutinating platelets. A disintegrin and metalloproteinase with a thrombospondin type 1 motif–13 (ADAMTS-13) reduced platelet agglutination with microspheres bearing a tridomain A1A2A3 vWF fragment with the R1450E mutation in a shear-dependent manner. We conclude that in type 2B vWD, prolonged lifetimes of vWF bonds with GPIbα on circulating platelets may allow ADAMTS-13 to deplete large vWF multimers, causing bleeding.

Notch receptor activation initiates cell fate decisions and is distinctive in its reliance on mechanical force and protein glycosylation. The 2.5-angstrom-resolution crystal structure of the extracellular interacting region of Notch1 complexed with an engineered, high-affinity variant of Jagged1 (Jag1) reveals a binding interface that extends ~120 angstroms along five consecutive domains of each protein. O-Linked fucose modifications on Notch1 epidermal growth factor-like (EGF) domains 8 and 12 engage the EGF3 and C2 domains of Jag1, respectively, and different Notch1 domains are favored in binding to Jag1 than those that bind to the Delta-like 4 ligand. Jag1 undergoes conformational changes upon Notch binding, exhibiting catch bond behavior that prolongs interactions in the range of forces required for Notch activation. This mechanism enables cellular forces to regulate binding, discriminate among Notch ligands, and potentiate Notch signaling.