Cancer cells characteristically consume glucose through Warburg metabolism1, a process that forms the basis of tumour imaging by positron emission tomography (PET). Tumour-infiltrating immune cells also rely on glucose, and impaired immune cell metabolism in the tumour microenvironment (TME) contributes to immune evasion by tumour cells2-4. However, whether the metabolism of immune cells is dysregulated in the TME by cell-intrinsic programs or by competition with cancer cells for limited nutrients remains unclear. Here we used PET tracers to measure the access to and uptake of glucose and glutamine by specific cell subsets in the TME. Notably, myeloid cells had the greatest capacity to take up intratumoral glucose, followed by T cells and cancer cells, across a range of cancer models. By contrast, cancer cells showed the highest uptake of glutamine. This distinct nutrient partitioning was programmed in a cell-intrinsic manner through mTORC1 signalling and the expression of genes related to the metabolism of glucose and glutamine. Inhibiting glutamine uptake enhanced glucose uptake across tumour-resident cell types, showing that glutamine metabolism suppresses glucose uptake without glucose being a limiting factor in the TME. Thus, cell-intrinsic programs drive the preferential acquisition of glucose and glutamine by immune and cancer cells, respectively. Cell-selective partitioning of these nutrients could be exploited to develop therapies and imaging strategies to enhance or monitor the metabolic programs and activities of specific cell populations in the TME.

Tumor genetics guides patient selection for many new therapies, and cell culture studies have demonstrated that specific mutations can promote metabolic phenotypes. However, whether tissue context defines cancer dependence on specific metabolic pathways is unknown. Kras activation and Trp53 deletion in the pancreas or the lung result in pancreatic ductal adenocarinoma (PDAC) or non–small cell lung carcinoma (NSCLC), respectively, but despite the same initiating events, these tumors use branched-chain amino acids (BCAAs) differently. NSCLC tumors incorporate free BCAAs into tissue protein and use BCAAs as a nitrogen source, whereas PDAC tumors have decreased BCAA uptake. These differences are reflected in expression levels of BCAA catabolic enzymes in both mice and humans. Loss of Bcat1 and Bcat2, the enzymes responsible for BCAA use, impairs NSCLC tumor formation, but these enzymes are not required for PDAC tumor formation, arguing that tissue of origin is an important determinant of how cancers satisfy their metabolic requirements.

Cancer cell metabolism is heavily influenced by microenvironmental factors, including nutrient availability. Therefore, knowledge of microenvironmental nutrient levels is essential to understand tumor metabolism. To measure the extracellular nutrient levels available to tumors, we utilized quantitative metabolomics methods to measure the absolute concentrations of >118 metabolites in plasma and tumor interstitial fluid, the extracellular fluid that perfuses tumors. Comparison of nutrient levels in tumor interstitial fluid and plasma revealed that the nutrients available to tumors differ from those present in circulation. Further, by comparing interstitial fluid nutrient levels between autochthonous and transplant models of murine pancreatic and lung adenocarcinoma, we found that tumor type, anatomical location and animal diet affect local nutrient availability. These data provide a comprehensive characterization of the nutrients present in the tumor microenvironment of widely used models of lung and pancreatic cancer and identify factors that influence metabolite levels in tumors.

The Orm family proteins are conserved integral membrane proteins of the endoplasmic reticulum that are key homeostatic regulators of sphingolipid biosynthesis. Orm proteins bind to and inhibit serine:palmitoyl-coenzyme A transferase, the first enzyme in sphingolipid biosynthesis. In Saccharomyces cerevisiae , Orm1 and Orm2 are inactivated by phosphorylation in response to compromised sphingolipid synthesis (e.g., upon addition of inhibitor myriocin), thereby restoring sphingolipid production. We show here that protein kinase Ypk1, one of an essential pair of protein kinases, is responsible for this regulatory modification. Myriocin-induced hyperphosphorylation of Orm1 and Orm2 does not occur in ypk1∆ cells, and immunopurified Ypk1 phosphorylates Orm1 and Orm2 robustly in vitro exclusively on three residues that are known myriocin-induced sites. Furthermore, the temperature-sensitive growth of ypk1 ts ypk2∆ cells is substantially ameliorated by deletion of ORM genes, confirming that a primary physiological role of Ypk1-mediated phosphorylation is to negatively regulate Orm function. Ypk1 immunoprecipitated from myriocin-treated cells displays a higher specific activity for Orm phosphorylation than Ypk1 from untreated cells. To identify the mechanism underlying Ypk1 activation, we systematically tested several candidate factors and found that the target of rapamycin complex 2 (TORC2) kinase plays a key role. In agreement with prior evidence that a TORC2-dependent site in Ypk1(T662) is necessary for cells to exhibit a wild-type level of myriocin resistance, a Ypk1(T662A) mutant displays only weak Orm phosphorylation in vivo and only weak activation in vitro in response to sphingolipid depletion. Additionally, sphingolipid depletion increases phosphorylation of Ypk1 at T662. Thus, Ypk1 is both a sensor and effector of sphingolipid level, and reduction in sphingolipids stimulates Ypk1, at least in part, via TORC2-dependent phosphorylation.

Many mammalian cancer cell lines depend on glutamine as a major tri-carboxylic acid (TCA) cycle anaplerotic substrate to support proliferation. However, some cell lines that depend on glutamine anaplerosis in culture rely less on glutamine catabolism to proliferate in vivo. We sought to understand the environmental differences that cause differential dependence on glutamine for anaplerosis. We find that cells cultured in adult bovine serum, which better reflects nutrients available to cells in vivo, exhibit decreased glutamine catabolism and reduced reliance on glutamine anaplerosis compared to cells cultured in standard tissue culture conditions. We find that levels of a single nutrient, cystine, accounts for the differential dependence on glutamine in these different environmental contexts. Further, we show that cystine levels dictate glutamine dependence via the cystine/glutamate antiporter xCT/SLC7A11. Thus, xCT/SLC7A11 expression, in conjunction with environmental cystine, is necessary and sufficient to increase glutamine catabolism, defining important determinants of glutamine anaplerosis and glutaminase dependence in cancer.

The tumor microenvironment (TME) includes transformed cancer and infiltrating immune cells 1,2 . Cancer cells can consume large quantities of glucose through Warburg metabolism 3,4 that can be visualized with positron emission tomography (PET). While infiltrating immune cells also rely on glucose, disruptions to metabolism can contribute to tumor immunological evasion 5–9 . How immune cell metabolism is programmed or restrained by competition with cancer cells for nutrients, remains uncertain. Here we used PET tracers to measure the accessibility of glucose and glutamine to cell subsets in the TME. Surprisingly, myeloid cells including macrophages were the greatest consumers of intra-tumoral glucose, followed by T cells and cancer cells. Cancer cells, in contrast, had the highest glutamine uptake. This distinct nutrient partitioning was programmed through selective mTORC1 signaling and glucose or glutamine-related gene expression. Inhibition of glutamine uptake enhanced glucose uptake across tumor resident cell types and shifted macrophage phenotype, demonstrating glucose is not limiting in the TME. Thus, cancer cells are not the only cells in tumors which exhibit high glucose uptake in vivo and instead preferentially utilize glutamine over other cell types. We observe that intrinsic cellular programs can play a major role in the use of some nutrients. Together, these data argue cell selective partitioning of glucose and glutamine can be exploited to develop therapies and imaging strategies to alter the metabolic programs of specific cell populations in the TME.

Abstract Nutrient stress in the tumor microenvironment requires cancer cells to adopt adaptive metabolic programs to maintain survival and proliferation. Therefore, knowledge of microenvironmental nutrient levels and how cancer cells cope with such nutrition is critical to understand the metabolism underpinning cancer cell biology. Previously, we performed quantitative metabolomics of the interstitial fluid (the local perfusate) of murine pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) tumors to comprehensively characterize nutrient availability in the microenvironment of these tumors (Sullivan et al., 2019a). Here, we develop T umor I nterstitial F luid M edium (TIFM), a cell culture medium that contains nutrient levels representative of the PDAC microenvironment, enabling study of PDAC metabolism under physiological nutrition. We show that PDAC cells cultured in TIFM, compared to standard laboratory models, adopt a cellular state more similar to PDAC cells in tumors. Further, using the TIFM model we identified arginine biosynthesis as a metabolic adaptation PDAC cells engage to cope with microenvironmental arginine starvation driven by myeloid cells in PDAC tumors. Altogether, these data show that nutrient availability in tumors is an important determinant of cancer cell metabolism and behavior, and cell culture models that incorporate physiological nutrient availability have improved fidelity and enable the discovery of novel cancer metabolic phenotypes.

Abstract The sparse vascularity of Pancreatic Ductal Adenocarcinoma (PDAC) presents a mystery: what prevents this aggressive malignancy from undergoing neoangiogenesis to counteract hypoxia and better support growth? An incidental finding from prior work on paracrine communication between malignant PDAC cells and fibroblasts revealed that inhibition of the Hedgehog (HH) pathway partially relieved angiosuppression, increasing tumor vascularity through unknown mechanisms. Initial efforts to study this phenotype were hindered by difficulties replicating the complex interactions of multiple cell types in vitro . Here we identify a cascade of paracrine signals between multiple cell types that act sequentially to suppress angiogenesis in PDAC. Malignant epithelial cells promote HH signaling in fibroblasts, leading to inhibition of WNT signaling in fibroblasts and epithelial cells, thereby limiting VEGFR2-dependent activation of endothelial hypersprouting. This cascade was elucidated using human and murine PDAC explant models, which effectively retain the complex cellular interactions of native tumor tissues.

Abstract Mycobacterium abscessus is an emerging pathogen resistant to most frontline antibiotics. M. abscessus causes lung infection, predominantly in patients with lung disease or structural abnormalities. To interrogate mechanisms required for M. abscessus survival in the lung, we developed a lung infection model using air-liquid interface culture and performed a screen to identify differentially required genes. In the lung model, synthesis of the cofactor biotin is required due to increased intracellular biotin demand, and pharmacological inhibition of biotin synthesis halts M. abscessus proliferation. Increased quantities of biotin are required to sustain fatty acid remodeling that serves to increase cell envelope fluidity, which in turn promotes M. abscessus survival in the alkaline lung environment. Together, these results indicate that biotin-dependent fatty acid remodeling plays a critical role in pathogenic adaptation to the lung niche and suggests that biotin synthesis and fatty acid metabolism are therapeutic targets for treatment of M. abscessus infection.