Osterix/Sp7, a member of the Sp1 transcription factor family, plays an essential role in bone formation and osteoblastogenesis. Although Osterix has been shown to be induced by BMP2 in a mesenchymal cell line, the molecular basis of the regulation, expression and function of Osterix during osteoblast differentiation, is not fully understood. Thus we examined the role of BMP2 signaling in the regulation of Osterix using the mesenchymal cell lines C3H10T1/2 and C2C12. Osterix overexpression induced alkaline phosphatase activity and osteocalcin expression in C2C12 cells and stimulated calcification of murine primary osteoblasts. Considering that Runx2 overexpression induces Osterix, these results suggest that Osterix functions as downstream of Runx2. Surprisingly, BMP2 treatment induced Osterix expression and alkaline phosphatase activity in mesenchymal cells derived from Runx2-deficient mice. Furthermore, overexpression of Smad1 and Smad4 up-regulated Osterix expression, and an inhibitory Smad, Smad6, markedly suppressed BMP2-induced Osterix expression in the Runx2-deficient cells. Moreover, overexpression of a homeobox gene, Msx2, which is up-regulated by BMP2 and promotes osteoblastic differentiation, induced Osterix expression in the Runx2-deficient cells. Knockdown of Msx2 clearly inhibited induction of Osterix by BMP2 in the Runx2-deficient mesenchymal cells. Interestingly, microarray analyses using the Runx2-deficient cells revealed that the role of Osterix was distinct from that of Runx2. These findings suggest that Osterix is regulated via both Runx2-dependent and -independent mechanisms, and that Osterix controls osteoblast differentiation, at least in part, by regulating the expression of genes not controlled by Runx2. Osterix/Sp7, a member of the Sp1 transcription factor family, plays an essential role in bone formation and osteoblastogenesis. Although Osterix has been shown to be induced by BMP2 in a mesenchymal cell line, the molecular basis of the regulation, expression and function of Osterix during osteoblast differentiation, is not fully understood. Thus we examined the role of BMP2 signaling in the regulation of Osterix using the mesenchymal cell lines C3H10T1/2 and C2C12. Osterix overexpression induced alkaline phosphatase activity and osteocalcin expression in C2C12 cells and stimulated calcification of murine primary osteoblasts. Considering that Runx2 overexpression induces Osterix, these results suggest that Osterix functions as downstream of Runx2. Surprisingly, BMP2 treatment induced Osterix expression and alkaline phosphatase activity in mesenchymal cells derived from Runx2-deficient mice. Furthermore, overexpression of Smad1 and Smad4 up-regulated Osterix expression, and an inhibitory Smad, Smad6, markedly suppressed BMP2-induced Osterix expression in the Runx2-deficient cells. Moreover, overexpression of a homeobox gene, Msx2, which is up-regulated by BMP2 and promotes osteoblastic differentiation, induced Osterix expression in the Runx2-deficient cells. Knockdown of Msx2 clearly inhibited induction of Osterix by BMP2 in the Runx2-deficient mesenchymal cells. Interestingly, microarray analyses using the Runx2-deficient cells revealed that the role of Osterix was distinct from that of Runx2. These findings suggest that Osterix is regulated via both Runx2-dependent and -independent mechanisms, and that Osterix controls osteoblast differentiation, at least in part, by regulating the expression of genes not controlled by Runx2.

Autophosphorylated growth factor receptors provide binding sites for the src homology 2 domains of intracellular signaling molecules. In response to epidermal growth factor (EGF), the activated EGF receptor binds to a complex containing the signaling protein GRB2 and the Ras guanine nucleotide-releasing factor Sos, leading to activation of the Ras signaling pathway. We have investigated whether the platelet-derived growth factor (PDGF) receptor binds GRB2-Sos. In contrast with the EGF receptor, the GRB2 does not bind to the PDGF receptor directly. Instead, PDGF stimulation induces the formation of a complex containing GRB2; 70-, 80-, and 110-kDa tyrosine-phosphorylated proteins; and the PDGF receptor. Moreover, GRB2 binds directly to the 70-kDa protein but not to the PDGF receptor. Using a panel of PDGF beta-receptor mutants with altered tyrosine phosphorylation sites, we identified Tyr-1009 in the PDGF receptor as required for GRB2 binding. Binding is inhibited by a phosphopeptide containing a YXNX motif. The protein tyrosine phosphatase Syp/PTP1D/SHPTP2/PTP2C is approximately 70 kDa, binds to the PDGF receptor via Tyr-1009, and contains several YXNX sequences. We found that the 70-kDa protein that binds to the PDGF receptor and to GRB2 comigrates with Syp and is recognized by anti-Syp antibodies. Furthermore, both GRB2 and Sos coimmunoprecipitate with Syp from lysates of PDGF-stimulated cells, and GRB2 binds directly to tyrosine-phosphorylated Syp in vitro. These results indicate that GRB2 interacts with different growth factor receptors by different mechanisms and the cytoplasmic phosphotyrosine phosphatase Syp acts as an adapter between the PDGF receptor and the GRB2-Sos complex.

Abstract Breast cancer has a predilection for spreading to bone. The mechanism of preferential metastasis of breast cancer to bone is unknown. We hypothesize that breast cancer cells that develop bone metastases have the capacity to facilitate their colonization in bone. To examine this hypothesis, we established bone‐seeking (MDA‐231BO) and brain‐seeking (MDA‐231BR) clones of the human breast cancer cell line MDA‐MB‐231 by repeated sequential passages in nude mice and in vitro of metastatic cells obtained from bone and brain metastases, respectively. These clones were examined for distinguishing biological characteristics and compared with the MDA‐231 parental cells (MDA‐231P) in vivo and in vitro. Both the MDA‐231BR and the MDA‐231BO showed identical tumorigenicity to MDA‐231P at the orthotopic site. MDA‐231P that was inoculated into the heart developed metastases in bone, brain, ovary, and adrenal glands. On the other hand, MDA‐231BO exclusively metastasized to bone with larger osteolytic lesions than MDA‐231P. MDA‐231BR exclusively disseminated to brain and failed to develop bone metastases. In culture, MDA‐231BO produced greater amounts of parathyroid hormone‐related protein (PTH‐rP) than MDA‐231BR and MDA‐231P in the absence or presence of transforming growth factor β (TGF‐β). Furthermore, the anchorage‐independent growth of MDA‐ 231BO in soft agar was not inhibited by TGF‐β, whereas TGF‐β profoundly inhibited the growth of MDA‐231P and MDA‐231BR. Insulin‐like growth factor I (IGF‐I) markedly promoted the anchorage‐independent growth of MDA‐231BO, whereas marginal or no stimulation was observed in MDA‐231BR or MDA‐231P, respectively. Our data suggest that these phenotypic changes allow breast cancer cells to promote osteoclastic bone resorption, survive, and proliferate in bone, which consequently leads to the establishment of bone metastases.

Receptor activator of NF-κB ligand (RANKL) plays an essential role in osteoclast formation and bone resorption. Although genetic and biochemical studies indicate that RANKL regulates osteoclast differentiation by activating receptor activator of NF-κB and associated signaling molecules, the molecular mechanisms of RANKL-regulated osteoclast differentiation have not yet been fully established. We investigated the role of the transcription factor c-Jun, which is activated by RANKL, in osteoclastogenesis using transgenic mice expressing dominant-negative c-Jun specifically in the osteoclast lineage. We found that the transgenic mice manifested severe osteopetrosis due to impaired osteoclastogenesis. Blockade of c-Jun signaling also markedly inhibited soluble RANKL-induced osteoclast differentiation in vitro. Overexpression of nuclear factor of activated T cells 1 (NFAT1) (NFATc2/NFATp) or NFAT2 (NFATc1/NFATc) promoted differentiation of osteoclast precursor cells into tartrate-resistant acid phosphatase–positive (TRAP–positive) multinucleated osteoclast-like cells even in the absence of RANKL. Overexpression of NFAT1 also markedly transactivated the TRAP gene promoter. These osteoclastogenic activities of NFAT were abrogated by overexpression of dominant-negative c-Jun. Importantly, osteoclast differentiation and induction of NFAT2 expression by NFAT1 overexpression or soluble RANKL treatment were profoundly diminished in spleen cells of the transgenic mice. Collectively, these results indicate that c-Jun signaling in cooperation with NFAT is crucial for RANKL-regulated osteoclast differentiation.

Receptor activator of NF-κB ligand (RANKL) plays an essential role in osteoclast formation and bone resorption. Although genetic and biochemical studies indicate that RANKL regulates osteoclast differentiation by activating receptor activator of NF-κB and associated signaling molecules, the molecular mechanisms of RANKL-regulated osteoclast differentiation have not yet been fully established. We investigated the role of the transcription factor c-Jun, which is activated by RANKL, in osteoclastogenesis using transgenic mice expressing dominant-negative c-Jun specifically in the osteoclast lineage. We found that the transgenic mice manifested severe osteopetrosis due to impaired osteoclastogenesis. Blockade of c-Jun signaling also markedly inhibited soluble RANKL-induced osteoclast differentiation in vitro. Overexpression of nuclear factor of activated T cells 1 (NFAT1) (NFATc2/NFATp) or NFAT2 (NFATc1/NFATc) promoted differentiation of osteoclast precursor cells into tartrate-resistant acid phosphatase–positive (TRAP–positive) multinucleated osteoclast-like cells even in the absence of RANKL. Overexpression of NFAT1 also markedly transactivated the TRAP gene promoter. These osteoclastogenic activities of NFAT were abrogated by overexpression of dominant-negative c-Jun. Importantly, osteoclast differentiation and induction of NFAT2 expression by NFAT1 overexpression or soluble RANKL treatment were profoundly diminished in spleen cells of the transgenic mice. Collectively, these results indicate that c-Jun signaling in cooperation with NFAT is crucial for RANKL-regulated osteoclast differentiation.

Zinc finger-containing transcription factor Osterix/Specificity protein-7 (Sp7) is an essential transcription factor for osteoblast differentiation. However, its functions in differentiated osteoblasts remain unclear and the effects of osteoblast-specific

Abstract Neural crest cells (NCCs) are a migratory population that gives rise to a diverse cell lineage, including the craniofacial complex, the peripheral nervous system, and a part of the heart. Hyaluronan (HA) is a major component of the extracellular matrix, and its tissue levels are dynamically regulated in during development. Although the synthesis of HA has been shown to exert substantial influence on embryonic morphogenesis, the functional importance of the catabolic side of HA turnover is poorly understood. Here, we demonstrate that the transmembrane hyaluronidase TMEM2 plays an essential role in NCC development and the morphogenesis of their derivatives. Wnt1-Cre –mediated Tmem2 knockout ( Tmem2 CKO ) mice exhibit severe craniofacial and cardiovascular abnormalities. Analysis of Tmem2 expression using Tmem2 knock-in reporter mice reveals that Tmem2 is expressed at the site of NCC delamination in the neural tube and in Sox9-positive emigrating NCCs, suggesting that Tmem2 is critical for NCC development. Consistent with this possibility, linage tracing analysis reveals that the contribution of Wnt1-Cre –labeled cells to NCC derivatives is significantly reduced in a Tmem2 -deficient background. Moreover, the emigration of NCCs from the neural tube is greatly reduced in Tmem2 CKO mice. In vitro assays demonstrate that Tmem2 expression is essential for the ability of mouse O9-1 NCCs to form focal adhesion on and migrate into HA-containing substrates. Tmem2 CKO mice also exhibit increased apoptotic cell death in NCC-derived tissues. Collectively, our data demonstrate that Tmem2 is essential for normal development of NCC-derivatives, including the craniofacial complex, and that TMEM2-mediated HA degradation allows NCCs to generate a tissue environment suitable for efficient focal adhesion assembly and migration. This study reveals the hitherto unrecognized functional importance of the catabolic side of HA metabolism in embryonic development and highlights the pivotal role of Tmem2 in the process. Author Summary The functional significance of hyaluronan (HA) in embryonic developmental processes has been demonstrated by studies using genetic manipulation of HA synthesis. However, the expression of HA is regulated not only by its synthesis, but also by its degradation. This issue is of particular importance due to the extremely rapid metabolic turnover of HA. Curiously, mice with mutations/ablations of known hyaluronidase molecules, such as the lysosomal hyaluronidases HYAL1 and HYAL2, exhibit little embryonic phenotypes. This suggests the existence of yet another hyaluronidase molecule that plays a key role in regulating extracellular HA balance in developing tissues. In this context, transmembrane protein 2 (TMEM2) is a novel hyaluronidase that functions on the cell surface. Here, we demonstrate that TMEM2 is expressed at the site of neural crest development and in neural crest cell (NSC)-derived craniofacial tissue, and that NCC-targeted Tmem2 conditional knockout mice develop severe craniofacial defects, which attests to a requirement for TMEM2-mediated extracellular HA degradation in neural crest development. Our in vitro and in vivo analyses on the underlying mechanisms of the phenotype demonstrate that TMEM2 is essential for generating a tissue environment suitable for efficient focal adhesion formation by NCCs. This paper reveals for the first time that the catabolic machinery for HA exerts a specific regulatory role in embryonic morphogenesis, and that its dysregulation of HA degradation leads to severe developmental defects.

Abstract The sulfate transporter gene SLC26A2 is responsible for diastrophic dysplasia, which represents skeletal dysplasia in humans. This highlights the importance of sulfate metabolism in skeletal formation. SLC26A2-related chondrodysplasia is also known to exhibit abnormalities in craniofacial and tooth development. Although the function of SLC26A2 in mammals has been investigated using genetic mouse models, the essential role of SLC26A2 during craniofacial and tooth development has not been elucidated. In this study, we demonstrate the pivotal roles of SLC26A2-mediated sulfate metabolism during tooth development. Analysis of Slc26a2 expression reveals that it is predominantly expressed in dental tissues, including odontoblasts and ameloblasts, during tooth development. Slc26a2 knockout mice ( Slc26a2-KO-Δexon2 ) exhibit a retrognathic upper jaw, small upper incisors, and hypoplasia of upper molars. Additionally, upper incisors and molars in Slc26a2-KO-Δexon2 mice display flattened odontoblasts and nuclei that lack intracellular polarity. In contrast, tooth phenotype is not remarkable in lower incisors and molars. Furthermore, the expression of odontoblast differentiation markers, Dspp and Dmp1 , is significantly decreased in the upper molars of Slc26a2 -deficient mice. Ex vivo organ culture of tooth germs by implantation of Slc26a2 -deficient tooth germs under the kidney capsule reveals hypoplasia of the dentin matrix as well as tooth root shortening. In vitro studies using human dental pulp stem cells (hDPSCs) show that the expression levels of Dspp and Dmp1 in shSlc26a2 knockdown cells are significantly decreased compared to control cells. Collectively, our data demonstrate that SLC26A2-mediated sulfate metabolism is essential for tooth development. This study may provide insight into the mechanisms underlying tooth abnormalities in patients with recessively inherited chondrodysplasias caused by mutations in the SLC26A2 gene.

The transcription factor SRY-related HMG box 9 (Sox9) is essential for chondrogenesis. Mutations in and around SOX9 cause campomelic dysplasia (CD) characterized by skeletal malformations. Although the function of Sox9 in this context is well studied, the mechanisms that regulate Sox9 expression in chondrocytes remain to be elucidated. Here, we have used genome-wide profiling to identify 2 Sox9 enhancers located in a proximal breakpoint cluster responsible for CD. Enhancer activity of E308 (located 308 kb 5′ upstream) and E160 (located 160 kb 5′ upstream) correlated with Sox9 expression levels, and both enhancers showed a synergistic effect in vitro. While single deletions in mice had no apparent effect, simultaneous deletion of both E308 and E160 caused a dwarf phenotype, concomitant with a reduction of Sox9 expression in chondrocytes. Moreover, bone morphogenetic protein 2–dependent chondrocyte differentiation of limb bud mesenchymal cells was severely attenuated in E308/E160 deletion mice. Finally, we found that an open chromatin region upstream of the Sox9 gene was reorganized in the E308/E160 deletion mice to partially compensate for the loss of E308 and E160. In conclusion, our findings reveal a mechanism of Sox9 gene regulation in chondrocytes that might aid in our understanding of the pathophysiology of skeletal disorders.