Abstract Vascularization plays a critical role in organ maturation and cell type development. Drug discovery, organ mimicry, and ultimately transplantation in a clinical setting thereby hinges on achieving robust vascularization of in vitro engineered organs. Here, focusing on human kidney organoids, we overcome this hurdle by combining an inducible ETS translocation variant 2 ( ETV2 ) human induced pluripotent stem cell (iPSC) line, which directs endothelial fate, with a non-transgenic iPSC line in suspension organoid culture. The resulting human kidney organoids show extensive vascularization by endothelial cells with an identity most closely related to endogenous kidney endothelia. Vascularized organoids also show increased maturation of nephron structures including more mature podocytes with improved marker expression, foot process interdigitation, an associated fenestrated endothelium, and the presence of renin + cells. The creation of an engineered vascular niche capable of improving kidney organoid maturation and cell type complexity is a significant step forward in the path to clinical translation. Furthermore, this approach is orthogonal to native tissue differentiation paths, hence readily adaptable to other organoid systems and thus has the potential for a broad impact on basic and translational organoid studies. Translational Statement Developing therapies for patients with kidney diseases relies on a morphologically and physiologically representative in vitro model. Human kidney organoids are an attractive model to recapitulate kidney physiology, however, they are limited by the absence of a vascular network and mature cell populations. In this work, we have generated a genetically inducible endothelial niche that, when combined with an established kidney organoid protocol, induces the maturation of a robust endothelial cell network, induces a more mature podocyte population, and induces the emergence a functional renin population. This advance significantly increases the clinical relevance of human kidney organoids for etiological studies of kidney disease and future regenerative medicine strategies. Graphical Abstract Genetically engineered endothelial niche induces mature cell populations in human kidney organoids

Kidney formation requires the coordinated growth of multiple cell types including the collecting ducts, nephrons, vasculature and interstitium. There has been a long-held belief that interactions between the progenitors of the collecting ducts and nephrons are primarily responsible for kidney development. However, over the last several years, it has become increasingly clear that multiple aspects of kidney development require signaling from the interstitium. How the interstitium orchestrates these multiple roles is still poorly understood. We show that during development, the interstitium is a highly heterogeneous, patterned population of cells that occupies distinct positions correlated to the adjacent parenchyma. Our analysis indicates that the heterogeneity is not a mere reflection of different stages in a linear developmental trajectory but instead represents several novel differentiated cell states. Further, we find that beta-catenin has a cell autonomous role in the development of a medullary subset of the interstitium and that this non-autonomously affects the development of the adjacent epithelia. These findings suggest the intriguing possibility that the different interstitial subtypes may create microenvironments that play unique roles in development of the adjacent epithelia and endothelia.

Vascularization plays a critical role in organ maturation and cell-type development. Drug discovery, organ mimicry, and ultimately transplantation hinge on achieving robust vascularization of in vitro engineered organs. Here, focusing on human kidney organoids, we overcame this hurdle by combining a human induced pluripotent stem cell (iPSC) line containing an inducible ETS translocation variant 2 (ETV2) (a transcription factor playing a role in endothelial cell development) that directs endothelial differentiation in vitro, with a non-transgenic iPSC line in suspension organoid culture. The resulting human kidney organoids show extensive endothelialization with a cellular identity most closely related to human kidney endothelia. Endothelialized kidney organoids also show increased maturation of nephron structures, an associated fenestrated endothelium with de novo formation of glomerular and venous subtypes, and the emergence of drug-responsive renin expressing cells. The creation of an engineered vascular niche capable of improving kidney organoid maturation and cell type complexity is a significant step forward in the path to clinical translation. Thus, incorporation of an engineered endothelial niche into a previously published kidney organoid protocol allowed the orthogonal differentiation of endothelial and parenchymal cell types, demonstrating the potential for applicability to other basic and translational organoid studies.

SUMMARY The formation of functional epithelial tubules is a central feature of many organ systems. Although the process of tubule formation by epithelial cells is well-studied, the way in which tubules connect with each other (i.e. anastomose) to form functional networks both in vivo and in vitro is not well understood. A key, unanswered question in the kidney is how the renal vesicles of the embryonic kidney connect with the nascent collecting ducts to form a continuous urinary system. We performed a ligand-receptor pair analysis on single cell RNA-seq data from embryonic mouse kidney tubules undergoing anastomosis to select candidates that might mediate this process in vivo . This analysis identified hepatocyte growth factor (HGF), which has known roles in cell proliferation, migration, and tubulogenesis, as one of several possible candidates. To test this possibility, we designed a novel assay to quantitatively examine epithelial tubule anastomosis in vitro using epithelial spheroids with fluorescently-tagged apical surfaces to enable direct visualization of anastomosis. This revealed that HGF is a potent inducer of tubule anastomosis. Tubule anastomosis occurs through a proliferation-independent mechanism that acts through the MAPK signaling cascade and matrix metalloproteinases (MMPs), the latter suggestive of a role in extracellular matrix turnover. Accordingly, treatment of explanted embryonic mouse kidneys with HGF and collagenase was sufficient to induce kidney tubule anastomosis. These results lay the groundwork for investigating how to promote functional interconnections between tubular epithelia, which have important clinical implications for utilizing in vitro grown kidney tissue in transplant medicine.

The kidney vasculature has a uniquely complex architecture that is essential to proper renal function. Little is known about the molecular mechanisms that direct where and when blood vessels form during kidney development. We identified a regionally-restricted, stroma-derived signaling molecule, netrin-1 (Ntn1), as a putative regulator of vascular patterning. We generated a stromal progenitor-specific knockout of netrin-1 (Ntn1SPKO) that resulted in smaller postnatal kidneys with altered epithelial development and profound defects in arterial and capillary architecture. We also found significant loss of arterial vascular smooth muscle cell (vSMC) coverage and ectopic smooth muscle cell deposition at the kidney cortex. Transcriptomic analysis of Ntn1SPKO kidneys revealed downregulation of Klf4, which we find expressed in stromal progenitors. Deletion of Klf4 in the stroma largely phenocopies loss of Ntn1, and expression of Klf4 in Ntn1SPKO kidneys rescues ectopic vSMC deposition. Vascular defects observed in Ntn1SPKO are transient, as both arterial and smooth muscle coverage defects resolve late in development, however ectopic peripheral smooth muscle perdures perinatally. These data suggest a stromal-intrinsic Ntn1-Klf4 axis acting as an essential mediator of stromal crosstalk and vascular progenitor differentiation.

Summary The kidney is a complex organ requiring tightly coordinated interactions between epithelial, endothelial, and mesenchymal cells during development. Congenital kidney defects can result in kidney disease and renal failure, highlighting the importance of understanding kidney formation mechanisms. Advances in RNA sequencing have revealed remarkable cellular heterogeneity, especially in the kidney stroma, though relationships between stromal, epithelial, and endothelial cells remain unclear. This study presents a comprehensive gene expression atlas of embryonic and postnatal kidneys, integrating single-nucleus and in situ RNA sequencing data. We developed the Kidney Spatial Transcriptome Analysis Tool (KSTAT), enabling researchers to identify cell locations, predict cell-cell communication, and map gene pathway activity. KSTAT revealed significant heterogeneity among embryonic kidney pericytes, providing a critical resource for hypothesis generation and advancing knowledge of kidney development and disease.