Abstract Background The consequences of the earth’s daily rotation have led to 24-hour biological rhythms in most organisms. Even parasites have daily rhythms, which, when in synchrony with host rhythms, optimize their fitness. Understanding these rhythms may enable development of novel control strategies that take advantage of rhythmic vulnerabilities. Recent work on blood-dwelling protozoan parasites has revealed daily rhythms in gene expression, physiology, drug sensitivity and the presence of an intrinsic circadian clock. However, similar studies on metazoan parasites are lacking. The aims of this study were to investigate if a metazoan parasite has daily molecular oscillations, whether they give us insight into how these longer-lived organisms can survive host daily cycles over a life-span of many years and to determine whether canonical metazoan circadian clock genes are present and rhythmic. We addressed these questions using the human blood fluke Schistosoma mansoni, that lives in the vasculature for decades and causes the serious neglected tropical disease schistosomiasis. Results Using round-the-clock transcriptomics of male and female adult worms we discovered that ∼2% of its genes followed a daily pattern of expression. Rhythmic processes included a night-time stress response and a day-time metabolic ‘rush hour’. Transcriptional profiles in the female reproductive system were mirrored by daily patterns in egg laying (eggs are the main drivers of the host pathology). Genes cycling with the highest amplitudes include drug targets and a vaccine candidate. These 24hr rhythms may be driven by host rhythms and/or generated by a circadian clock. However, core clock genes are missing and orthologues of secondary clock genes show no 24hr rhythmicity in transcript abundance. Conclusions The daily rhythms identified here reveal temporally compartmentalised internal processes and host interactions over the daily cycle, including processes relevant to within-host survival and between-host transmission. Our findings suggest that if these daily rhythms are generated by an intrinsic circadian clock then the oscillatory mechanism must be distinct from that in other Metazoa. Most importantly, knowing which gene transcripts oscillate at this temporal scale is relevant to functional genomic studies that will lead to the development and delivery of therapeutics against schistosomiasis.

Abstract CRISPR/Cas9-mediated genome editing shows cogent potential for the genetic modification of helminth parasites. Here we report successful gene knock-in (KI) into the genome of the egg of Schistosoma mansoni by combining CRISPR/Cas9 with single-stranded oligodeoxynucleotides (ssODNs). We edited the acetylcholinesterase (AChE) gene of S. mansoni targeting two guide RNAs (gRNAs), X5 and X7, located on exon 5 and exon 7 of Smp_154600, respectively. A CRISPR/Cas9-vector encoding gRNA X5 or X7 was introduced by electroporation into eggs recovered from livers of experimentally infected mice. Simultaneously, eggs were transfected with a ssODN donor encoding a stop codon in all six frames, flanked by 50 nt-long 5’- and 3’-homology arms matching the predicted Cas9-catalyzed double stranded break at X5 or X7. Next generation sequencing analysis of reads of amplicon libraries spanning targeted regions revealed that the major modifications induced by CRISPR/Cas9 in the eggs were generated by homology directed repair (HDR). Furthermore, soluble egg antigen from AChE-edited eggs exhibited markedly reduced AChE activity, indicative that programmed Cas9 cleavage mutated the AChE gene. Following injection of AChE-edited schistosome eggs into the tail veins of mice, a significant decrease in circumoval granuloma size was observed in the lungs of the mice. Notably, there was an enhanced Th2 response involving IL-4, −5, −10, and-13 induced by lung cells and splenocytes in mice injected with X5-KI eggs in comparison to control mice injected with unmutated eggs. A Th2-predominant response, with increased levels of IL-4, −13 and GATA3, also was induced by X5 KI eggs in small intestine-draining mesenteric lymph node cells when the gene-edited eggs were introduced into the subserosa of the ileum of the mice. These findings confirmed the potential and the utility of CRISPR/Cas9-mediated genome editing for functional genomics in schistosomes. Author Summary Schistosomiasis is the most devastating of the parasitic helminth diseases. Currently, no vaccines are available for human use and praziquantel is the only available treatment raising considerable concern that drug resistance will develop. A major challenge faced by the schistosomiasis research community is the lack of suitable tools to effectively characterise schistosome gene products as potential new drug and/or vaccine targets. We introduced CRISPR/Cas9 mediated editing into S. mansoni eggs targeting the gene encoding acetylcholinesterase (AChE), a recognized anthelminthic drug target. We found that the major modifications induced by CRISPR/Cas9 in the eggs were generated by homology directed repair (HDR). This platform provides a unique opportunity to generate precise loss-of-function insertions into the schistosome genome. We pre-screened the activity of two guide RNAs of the AChE gene and compared/validated the mutation efficacy using next-generation sequencing analysis at the genomic level and phenotypic modifications at the protein level. That resulted in reduced AChE activity observed in AChE-edited eggs, and decreased lung circumoval granuloma size in mice injected with those edited eggs. The CRISPR/Cas9-genome editing system we established in this study provides a pivotal platform for gene functional studies to identify and test new anti-schistosome intervention targets, which can be extended to the other human schistosome species and other important parasitic helminths.

Abstract Recent years have witnessed a rapid development of sequencing technologies. Fundamental differences and limitations among various platforms impact the time, the cost and the accuracy for sequencing whole genomes. Here we designed a complete de novo plant genome generation workflow that starts from plant tissue samples and produces high-quality draft genomes with relatively modest laboratory and bioinformatic resources within seven days. To optimize our workflow we selected different species of plants which were used to extract high molecular weight DNA, to make PacBio and ONT libraries for sequencing with the Sequel I, Sequel II and GridION platforms. We assembled high-quality draft genomes of two different Eucalyptus species E. rudis , and E. camaldulensis to chromosome level without using additional scaffolding technologies. For the rapid production of de novo genome assembly of plant species we showed that our DNA extraction protocol followed by PacBio high fidelity sequencing, and assembly with new generation assemblers such as hifiasm produce excellent results. Our findings will be a valuable benchmark for groups planning wet- and dry-lab plant genomics research and for high throughput plant genomics initiatives.

Abstract At least 250 million people worldwide suffer from schistosomiasis, caused by Schistosoma worms. Genome sequences for several Schistosoma species are available, including a high-quality annotated reference for Schistosoma mansoni . There is a pressing need to develop a reliable functional toolkit to translate these data into new biological insights and targets for intervention. CRISPR-Cas9 was recently demonstrated for the first time in S. mansoni , to produce somatic mutations in the omega-1 ( ω1 ) gene. Here, we employed CRISPR-Cas9 to introduce somatic mutations in a second gene, SULT-OR , a sulfotransferase expressed in the parasitic stages of S. mansoni , in which mutations confer resistance to the drug oxamniquine. A 262-bp PCR product spanning the region targeted by the gRNA against SULT-OR was amplified, and mutations identified in it by high-throughput sequencing. We found that 0.3-2.0% of aligned reads from CRISPR-Cas9-treated adult worms showed deletions spanning the predicted Cas9 cut site, compared to 0.1-0.2% for sporocysts, while deletions were extremely rare in eggs. The most common deletion observed in adults and sporocysts was a 34 bp-deletion directly upstream of the predicted cut site, but rarer deletions reaching as far as 102 bp upstream of the cut site were also detected. The CRISPR-Cas9-induced deletions, if homozygous, are predicted to cause resistance to oxamniquine by producing frameshifts, ablating SULT-OR transcription, or leading to mRNA degradation via the nonsense-mediated mRNA decay pathway. However, no SULT-OR knock down at the mRNA level was observed, presumably because the cells in which CRISPR-Cas9 did induce mutations represented a small fraction of all cells expressing SULT-OR . Further optimisation of CRISPR-Cas protocols for different developmental stages and particular cell types, including germline cells, will contribute to the generation of a homozygous knock-out in any gene of interest, and in particular the SULT-OR gene to derive an oxamniquine-resistant stable transgenic line.

Abstract We have used multiple sequencing approaches to sequence the genome of a volunteer from Saudi Arabia. We use the resulting data to generate a de novo assembly of the genome, and use different computational approaches to refine the assembly. As a consequence, we provide a contiguous assembly of the complete genome of an individual from Saudi Arabia for all chromosomes except chromosome Y, and label this assembly . We transferred genome annotations from reference genomes to fully annotate , and we make all primary sequencing data, the assembly, and the genome annotations freely available in public databases using the FAIR data principles. is the first telomere-to-telomere-assembled genome from a Saudi individual that is freely available for any purpose.

Colorectal cancer (CRC) is the second leading cause of cancer death worldwide. In recent years, short-read single-cell RNA sequencing (scRNA-seq) has been instrumental in deciphering tumor cell heterogeneities. However, these studies only enable gene-level expression quantification but neglect alterations in transcript structures, which arise from alternative end processing or splicing, and are frequently observed in cancer. In this study, we integrated short- and long-read scRNA-seq of CRC patient samples to build the first isoform-resolution CRC transcriptomic atlas. We identified 394 dysregulated transcript structures in tumor epithelial cells, including 299 resulting from various combinations of multiple splicing events. Secondly, we characterized genes and isoforms associated with epithelial lineages and subpopulations that exhibit distinct prognoses. Finally, we built an algorithm that integrated novel peptides derived from predicted ORFs of recurrent tumor-specific transcripts with mass spectrometry data and identified a panel of recurring neoepitopes that may aid the development of neoantigen-based cancer vaccines.

Abstract We have used multiple sequencing approaches to sequence the genome of a volunteer from Saudi Arabia. We use the resulting data to generate a de novo assembly of the genome, and use different computational approaches to refine the assembly. As a consequence, we provide a contiguous assembly of the complete genome of an individual from Saudi Arabia for all chromosomes except chromosome Y, and label this assembly KSA001 . We transferred genome annotations from reference genomes and predicted genome features using methods from Artificial Intelligence to fully annotate KSA001 , and we make all primary sequencing data, the assembly, and the genome annotations freely available in public databases using the FAIR data principles.

CRISPR/Cas9 based genome editing has yet been reported in parasitic or indeed any species of the phylum Platyhelminthes. We tested this approach by targeting omega-1 (ω1) of Schistosoma mansoni as a proof of principle. This secreted ribonuclease is crucial for Th2 priming and granuloma formation, providing informative immuno-pathological readouts for programmed genome editing. Schistosome eggs were either exposed to recombinant Cas9 complexed with a synthetic guide RNA (sgRNA) complementary to exon 6 of ω1 by electroporation or transduced with pseudotyped lentivirus encoding Cas9 and the sgRNA. Some eggs were also transduced with a single stranded oligodeoxynucleotide donor transgene that encoded six stop codons, flanked by 50 nt-long 5'- and 3'-microhomology arms matching the predicted Cas9-catalyzed double stranded break (DSB) within ω1. CRISPResso analysis of amplicons spanning the DSB revealed ~4.5% of the reads were mutated by insertions, deletions and/or substitutions, with an efficiency for homology directed repair of 0.19% insertion of the donor transgene. Transcripts encoding ω1 were reduced >80%, and lysates of ω1-edited eggs displayed diminished ribonuclease activity indicative that programmed editing mutated the ω1 gene. Whereas soluble lysates of wild type eggs polarized Th2 cytokine responses including IL-4 and IL-5 in human macrophage/T cell co-cultures, diminished levels of these cytokines followed the exposure to those of ω1-mutated schistosome eggs. Following injection of schistosome eggs into the tail vein of BALB/c mice, the volume of pulmonary granulomas surrounding ω1-mutated eggs was 18-fold smaller than wild type eggs. Programmed genome editing was active in schistosomes, Cas9-catalyzed chromosomal breakage was repaired by homology directed repair and/or non-homologous end joining, and mutation of ω1 impeded the capacity of schistosome eggs both to drive Th2 polarization and to provoke formation of pulmonary circumoval granulomas. Knock-out of ω1 and the impaired immunological phenotype showcase the novel application of programmed gene editing in and functional genomics for schistosomes.