Tau is a highly abundant and multifunctional brain protein that accumulates in neurofibrillary tangles (NFTs), most commonly in Alzheimer's disease (AD) and primary age-related tauopathy. Recently, microRNAs (miRNAs) have been linked to neurodegeneration; however, it is not clear whether miRNA dysregulation contributes to tau neurotoxicity. Here, we determined that the highly conserved brain miRNA miR-219 is downregulated in brain tissue taken at autopsy from patients with AD and from those with severe primary age-related tauopathy. In a Drosophila model that produces human tau, reduction of miR-219 exacerbated tau toxicity, while overexpression of miR-219 partially abrogated toxic effects. Moreover, we observed a bidirectional modulation of tau levels in the Drosophila model that was dependent on miR-219 expression or neutralization, demonstrating that miR-219 regulates tau in vivo. In mammalian cellular models, we found that miR-219 binds directly to the 3'-UTR of the tau mRNA and represses tau synthesis at the post-transcriptional level. Together, our data indicate that silencing of tau by miR-219 is an ancient regulatory mechanism that may become perturbed during neurofibrillary degeneration and suggest that this regulatory pathway may be useful for developing therapeutics for tauopathies.

Semaphorin-3A (Sema3A) regulates tumor angiogenesis, but its role in modulating anti-tumor immunity is unclear. We demonstrate that Sema3A secreted within the tumor microenvironment (TME) suppresses tumor-specific CD8+ T cell function via Neuropilin-1 (NRP1), a receptor that is upregulated upon activation with T cells cognate antigen. Sema3A inhibits T cell migration, assembly of the immunological synapse, and tumor killing. It achieves these functional effects through hyper-activating the acto-myosin system in T cells leading to cellular paralysis. Finally, using a clear cell renal cell carcinoma patient cohort, we demonstrate that human tumor-specific CD8+ T cells express NRP1 and are trapped in Sema3A rich regions of tumors. Our study establishes Sema3A as a potent inhibitor of anti-tumor immunity.

Abstract Cellular transcripts encode important information regarding cell identity and disease status. The activation of CRISPR in response to RNA biomarkers holds the potential for controlling CRISPR activity with spatiotemporal precision. This would enable the restriction of CRISPR activity to specific cell types expressing RNA biomarkers of interest, while preventing unwanted activity in other cells. Here, we present a simple and specific platform for modulating CRISPR activity in response to RNA detection through engineering Streptococcus pyogenes Cas9 single-guide RNAs (sgRNAs). sgRNAs are engineered to fold into complex secondary structures that, in the ground state, inhibit their activity. Upon recognizing complementary RNAs, the engineered sgRNAs become activated, enabling Cas9 to perform its function. Our approach enables CRISPR activation in response to RNA detection in both HEK293T cells and zebrafish embryos. Iterative design optimizations allowed the development of computational tools for generating sgRNAs capable of detecting RNA sequences of choice. Mechanistic investigations reveal that engineered sgRNAs are cleaved during RNA detection, and we identify key positions that benefit from chemical modifications to improve the stability of engineered sgRNAs in vivo . Our sensors open up novel opportunities for the development of new research and therapeutic applications using CRISPR activation in response to endogenous RNA biomarkers.

Abstract The transcription factor FOXN1 is a master regulator of thymic epithelial cell development and function. Here we demonstrate that FOXN1 expression is differentially regulated during organogenesis and participates in multi-molecular nuclear condensates essential for the factor’s transcriptional activity. FOXN1’s C-terminal sequence regulates the diffusion velocity within these aggregates and modulates the binding to proximal gene regulatory regions. These dynamics are significantly altered in a patient with a mutant FOXN1 which is modified in its C-terminal sequence. This mutant is transcriptionally inactive and acts as a dominant negative factor displacing wild-type FOXN1 from condensates and causing athymia and severe lymphopenia in heterozygotes. Expression of the mutated mouse ortholog, selectively impairs mouse thymic epithelial cell (TEC) differentiation revealing a gene dose dependency for individual TEC subtypes. We have therefore identified the cause for a primary immunodeficiency disease and determined the mechanism by which this FOXN1 gain-of-function mutant mediates its dominant negative effect.

ABSTRACT Regulatory interactions mediated by transcription factors (TFs) make up complex networks that control cellular behavior. Fully understanding these gene regulatory networks (GRNs) offers greater insight into the consequences of disease-causing perturbations than studying single TF binding events in isolation. Chromosomal translocations of the Mixed Lineage Leukemia gene ( MLL ) produce MLL fusion proteins such as MLL-AF4, causing poor prognosis acute lymphoblastic leukemias (ALLs). MLL-AF4 is thought to drive leukemogenesis by directly binding to genes and inducing aberrant overexpression of key gene targets, including anti-apoptotic factors such as BCL-2. However, this model minimizes the potential for circuit generated regulatory outputs, including gene repression. To better understand the MLL-AF4 driven regulatory landscape, we integrated ChIP-seq, patient RNA-seq and CRISPR essentiality screens to generate a model GRN. This GRN identified several key transcription factors, including RUNX1, that regulate target genes using feed-forward loop and cascade motifs. We used CRISPR screening in the presence of the BCL-2 inhibitor venetoclax to identify functional impacts on apoptosis. This identified an MLL-AF4:RUNX1 cascade that represses CASP9, perturbation of which disrupts venetoclax induced apoptosis. This illustrates how our GRN can be used to better understand potential mechanisms of drug resistance acquisition. Graphical abstract caption A network model of the MLL-AF4 regulatory landscape identifies feed-forward loop and cascade motifs. Functional screening using CRISPR and venetoclax identified an MLL-AF4:RUNX1: CASP9 repressive cascade that impairs drug-induced cell death.

Precise, analogue regulation of gene expression is critical for development, homeostasis and regeneration in mammals. In contrast, widely employed experimental and therapeutic approaches such as knock-in/out strategies are more suitable for binary control of gene activity, while RNA interference (RNAi) can lead to pervasive off-target effects and unpredictable levels of repression. Here we report on a method for the precise control of gene expression levels in mammalian cells based on engineered, synthetic microRNA response elements (MREs). To develop this system, we established a high-throughput sequencing approach for measuring the efficacy of thousands of miR-17 MRE variants. This allowed us to create a library of microRNA silencing-mediated fine-tuners (miSFITs) of varying strength that can be employed to control the expression of user specified genes. To demonstrate the value of this technology, we used a panel of miSFITs to tune the expression of a peptide antigen in a mouse melanoma model. This analysis revealed that antigen expression level is a key determinant of the anti-tumour immune response in vitro and in vivo. miSFITs are a powerful tool for modulating gene expression output levels with applications in research and cellular engineering.

Spatial/temporal control of Cas9 guide RNA expression could considerably expand the utility of CRISPR-based technologies. Current approaches based on tRNA processing offer a promising strategy but suffer from high background. Here we developed a variant screening platform to identify differential sequence determinants of human tRNA promoter and processing activities. Rational design based on the ensuing principles allowed us to engineer an improved tRNA scaffold that enabled highly specific guide RNA production from a Pol-II promoter.