We generated a replication-competent OC43 human seasonal coronavirus (CoV) expressing the severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) spike in place of the native spike (rOC43-CoV2 S). This virus is highly attenuated relative to OC43 and SARS-CoV-2 in cultured cells and animals and is classified as a biosafety level 2 (BSL-2) agent by the NIH biosafety committee. Neutralization of rOC43-CoV2 S and SARS-CoV-2 by S-specific monoclonal antibodies and human sera is highly correlated, unlike recombinant vesicular stomatitis virus-CoV2 S. Single-dose immunization with rOC43-CoV2 S generates high levels of neutralizing antibodies against SARS-CoV-2 and fully protects human ACE2 transgenic mice from SARS-CoV-2 lethal challenge, despite nondetectable replication in respiratory and nonrespiratory organs. rOC43-CoV2 S induces S-specific serum and airway mucosal immunoglobulin A and IgG responses in rhesus macaques. rOC43-CoV2 S has enormous value as a BSL-2 agent to measure S-specific antibodies in the context of a bona fide CoV and is a candidate live attenuated SARS-CoV-2 mucosal vaccine that preferentially replicates in the upper airway.

Abstract Broadly neutralizing, anti-hemagglutinin stem antibodies (Abs) are a promising universal influenza vaccine target. While anti-stem Abs are not believed to block viral attachment, we show that C1q confers attachment inhibition and boosts fusion and neuraminidase inhibition, greatly enhancing virus neutralization activity in vitro and in mice challenged with influenza virus via the respiratory route. These effects reflect increased steric interference and not increased Ab avidity. Remarkably, C1q greatly expands the anti-stem Ab viral escape repertoire to include residues throughout the hemagglutinin. Some substitutions cause antigenic alterations in the globular region or modulate HA receptor avidity. We also show that C1q enhances the neutralization activity of non-RBD anti-SARS-CoV-2 Spike Abs, an effect dependent on Spike density on the virion surface. Together, our findings show that first, Ab function must be considered in a physiological context and second, inferring the exact selection pressure for Ab-driven viral evolution is risky business, at best.

Rapid lymphocyte cell division places enormous demands on the protein synthesis machinery. Flow cytometric measurement of puromycylated ribosome-associated nascent chains after treating cells or mice with translation initiation inhibitors reveals that ribosomes in resting lymphocytes in vitro and in vivo elongate at typical rates for mammalian cells. Intriguingly, elongation rates can be increased up to 30% by activation in vivo or fever temperature in vitro. Resting and activated lymphocytes possess abundant monosome populations, most of which actively translate in vivo, while in vitro, nearly all can be stalled prior to activation. Quantitating lymphocyte protein mass and translating ribosomes reveals a paradoxically high ratio of cellular protein to ribosomes insufficient to support their rapid in vivo division, suggesting that the activated lymphocyte proteome in vivo may be generated in an unusual manner. Our findings demonstrate the importance of a global understanding of protein synthesis in lymphocytes and other rapidly dividing immune cells.

Abstract The severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) is the causative agent of COVID-19, the most severe pandemic in a century. The virus gains access to host cells when the viral Spike protein (S-protein) binds to the host cell-surface receptor angiotensin-converting enzyme 2 (ACE2). Studies have attempted to understand SARS-CoV-2 S-protein interaction with vertebrate orthologs of ACE2 by expressing ACE2 orthologs in mammalian cells and measuring viral infection or S-protein binding. Often these cells only transiently express ACE2 proteins and levels of ACE2 at the cell surface are not quantified. Here, we describe a cell-based assay that uses stably transfected cells expressing ACE2 proteins in a bi-cistronic vector with an easy to quantify reporter protein to normalize ACE2 expression. We found that both binding of the S-protein receptor-binding domain (RBD) and infection with a SARS-CoV-2 pseudovirus is proportional to the amount of human ACE2 expressed at the cell surface, which can be inferred by quantifying the level of reporter protein, Thy1.1. We also compared different ACE2 orthologs which were expressed in stably transfected cells expressing equivalent levels of Thy1.1. When ranked for either viral infectivity or RBD binding, mouse ACE2 had a weak to undetectable affinity for S-protein while human ACE2 was the highest level detected and feline ACE2 had an intermediate phenotype. The generation of stably transfected cells whose ACE2 level can be normalized for cross-ortholog comparisons allows us to create a reusable cellular library useful for measuring emerging SARS-CoV-2 variant’s ability to potentially infect different animals. Importance SARS-CoV-2 is a zoonotic virus responsible for the worst global pandemic in a century. An understanding of how the virus can infect other vertebrate species is important for controlling viral spread and understanding the natural history of the virus. Here we describe a method to generate cells stably expressing equivalent levels of different ACE2 orthologs, the receptor for SARS-CoV-2, on the surface of a human cell line. We find that both binding of the viral Spike protein receptor binding domain (RBD) and infection of cells with a SARS-CoV-2 pseudovirus are proportional to ACE2 levels at the cell surface. Adaptation of this method will allow for the creation of a library of stable transfected cells expressing equivalent levels of different vertebrate ACE2 orthologs which can be repeatedly used for identifying vertebrate species which may be susceptible to infection with SARS-CoV-2 and its many variants.

SARS-CoV-2 nucleocapsid protein (N) induces strong antibody and T cell responses. Although considered to be localized in the cytosol, we readily detect N on the surface of live cells. N released by SARS-CoV-2 infected cells or N-expressing transfected cells binds to neighboring cells by electrostatic high-affinity binding to heparan sulfate and heparin, but not other sulfated glycosaminoglycans. N binds with high affinity to 11 human chemokines, including CXCL12β, whose chemotaxis of leukocytes is inhibited by N from SARS-CoV-2, SARS-CoV-1, and MERS CoV. Anti-N Abs bound to the surface of N expressing cells activate Fc receptor-expressing cells. Our findings indicate that cell surface N manipulates innate immunity by sequestering chemokines and can be targeted by Fc expressing innate immune cells. This, in combination with its conserved antigenicity among human CoVs, advances its candidacy for vaccines that induce cross-reactive B and T cell immunity to SARS-CoV-2 variants and other human CoVs, including novel zoonotic strains.

Tumors frequently subvert MHC class I (MHC-I) peptide presentation to evade CD8+ T cell immunosurveillance. To better define the regulatory networks controlling antigen presentation, we employed genome-wide screening in human diffuse large B cell lymphomas (DLBCLs). This approach revealed dozens of novel genes that positively and negatively modulate MHC-I cell surface levels. Identified genes cluster in multiple pathways including cytokine signaling, mRNA processing, endosomal trafficking, and protein metabolism. Many genes exhibit lymphoma subtype- or tumor-specific MHC-I regulation, and a majority of primary DLBCL tumors display genetic alterations in multiple regulators. We establish that the HSP90 co-chaperone SUGT1 is a major positive regulator of both MHC-I and MHC-II cell surface expression. Further, pharmacological inhibition of two negative regulators of antigen presentation, EZH2 and thymidylate synthase, enhances DLBCL MHC-I presentation. These and other genes represent potential targets for manipulating MHC-I immunosurveillance in cancers, infectious diseases, and autoimmunity.

SUMMARY SARS-CoV-2, like many viruses, generates syncytia. Using SARS-CoV-2 and S (S) expressing recombinant vesicular stomatitis and influenza A viruses, we show that S-mediated syncytia formation provides resistance to interferons in cultured cells, human small airway-derived air-liquid interface cultures and hACE2 transgenic mice. Amino acid substitutions that modulate fusogenicity in Delta- and Omicron-derived S have parallel effects on viral interferon resistance. Syncytia formation also decreases antibody virus neutralization activity in cultured cells. These findings explain the continued selection of fusogenic variants during SARS-CoV-2 evolution in humans and, more generally, the evolution of fusogenic viruses despite the adverse effects of syncytia formation on viral replication in the absence of innate or adaptive immune pressure.