Palliative surgery for congenital heart disease has allowed patients with previously lethal heart malformations to survive and, in most cases, to thrive. However, these procedures often place pressure and volume loads on the heart, and over time, these chronic loads can cause heart failure. Current therapeutic options for initial surgery and chronic heart failure that results from failed palliation are limited, in part, by the mammalian heart’s low inherent capacity to form new cardiomyocytes. Surmounting the heart regeneration barrier would transform the treatment of congenital, as well as acquired, heart disease and likewise would enable development of personalized, in vitro cardiac disease models. Although these remain distant goals, studies of heart development are illuminating the path forward and suggest unique opportunities for heart regeneration, particularly in fetal and neonatal periods. Here, we review major lessons from heart development that inform current and future studies directed at enhancing cardiac regeneration.

Rationale: Loss-of-function studies in cardiac myocytes (CMs) are currently limited by the need for appropriate conditional knockout alleles. The factors that regulate CM maturation are poorly understood. Previous studies on CM maturation have been confounded by heart dysfunction caused by whole organ gene inactivation. Objective: To develop a new technical platform to rapidly characterize cell-autonomous gene function in postnatal murine CMs and apply it to identify genes that regulate transverse tubules (T-tubules), a hallmark of mature CMs. Methods and Results: We developed CRISPR/Cas9/AAV9-based somatic mutagenesis, a platform in which AAV9 delivers tandem guide RNAs targeting a gene of interest and cardiac troponin-T promoter–driven Cre to Rosa Cas9GFP/Cas9GFP neonatal mice. When directed against junctophilin-2 ( Jph2 ), a gene previously implicated in T-tubule maturation, we achieved efficient, rapid, and CM-specific JPH2 depletion. High-dose AAV9 ablated JPH2 in 64% CMs and caused lethal heart failure, whereas low-dose AAV9 ablated JPH2 in 22% CMs and preserved normal heart function. In the context of preserved heart function, CMs lacking JPH2 developed T-tubules that were nearly morphologically normal, indicating that JPH2 does not have a major, cell-autonomous role in T-tubule maturation. However, in hearts with severe dysfunction, both adeno-associated virus–transduced and nontransduced CMs exhibited T-tubule disruption, which was more severe in the transduced subset. These data indicate that cardiac dysfunction disrupts T-tubule structure and that JPH2 protects T-tubules in this context. We then used CRISPR/Cas9/AAV9-based somatic mutagenesis to screen 8 additional genes for required, cell-autonomous roles in T-tubule formation. We identified RYR2 (Ryanodine Receptor-2) as a novel, cell-autonomously required T-tubule maturation factor. Conclusions: CRISPR/Cas9/AAV9-based somatic mutagenesis is a powerful tool to study cell-autonomous gene functions. Genetic mosaics are invaluable to accurately define cell-autonomous gene function. JPH2 has a minor role in normal T-tubule maturation but is required to stabilize T-tubules in the failing heart. RYR2 is a novel T-tubule maturation factor.

Summary

 Binding of the transcriptional co-activator YAP with the transcription factor TEAD stimulates growth of the heart and other organs. YAP overexpression potently stimulates fetal cardiomyocyte (CM) proliferation, but YAP's mitogenic potency declines postnatally. While investigating factors that limit YAP's postnatal mitogenic activity, we found that the CM-enriched TEAD1 binding protein VGLL4 inhibits CM proliferation by inhibiting TEAD1-YAP interaction and by targeting TEAD1 for degradation. Importantly, VGLL4 acetylation at lysine 225 negatively regulated its binding to TEAD1. This developmentally regulated acetylation event critically governs postnatal heart growth, since overexpression of an acetylation-refractory VGLL4 mutant enhanced TEAD1 degradation, limited neonatal CM proliferation, and caused CM necrosis. Our study defines an acetylation-mediated, VGLL4-dependent switch that regulates TEAD stability and YAP-TEAD activity. These insights may improve targeted modulation of TEAD-YAP activity in applications from cardiac regeneration to cancer.

After birth, cardiomyocytes (CM) acquire numerous adaptations in order to efficiently pump blood throughout an animal's lifespan. How this maturation process is regulated and coordinated is poorly understood. Here, we perform a CRISPR/Cas9 screen in mice and identify serum response factor (SRF) as a key regulator of CM maturation. Mosaic SRF depletion in neonatal CMs disrupts many aspects of their maturation, including sarcomere expansion, mitochondrial biogenesis, transverse-tubule formation, and cellular hypertrophy. Maintenance of maturity in adult CMs is less dependent on SRF. This stage-specific activity is associated with developmentally regulated SRF chromatin occupancy and transcriptional regulation. SRF directly activates genes that regulate sarcomere assembly and mitochondrial dynamics. Perturbation of sarcomere assembly but not mitochondrial dynamics recapitulates SRF knockout phenotypes. SRF overexpression also perturbs CM maturation. Together, these data indicate that carefully balanced SRF activity is essential to promote CM maturation through a hierarchy of cellular processes orchestrated by sarcomere assembly.

The forward genetic screen is a powerful, unbiased method to gain insights into biological processes, yet this approach has infrequently been used in vivo in mammals because of high resource demands. Here, we use in vivo somatic Cas9 mutagenesis to perform an in vivo forward genetic screen in mice to identify regulators of cardiomyocyte (CM) maturation, the coordinated changes in phenotype and gene expression that occur in neonatal CMs. We discover and validate a number of transcriptional regulators of this process. Among these are RNF20 and RNF40, which form a complex that monoubiquitinates H2B on lysine 120. Mechanistic studies indicate that this epigenetic mark controls dynamic changes in gene expression required for CM maturation. These insights into CM maturation will inform efforts in cardiac regenerative medicine. More broadly, our approach will enable unbiased forward genetics across mammalian organ systems.

Abstract In vivo loss‐of‐function studies are currently limited by the need for appropriate conditional knockout alleles. CRISPR/Cas9 is a powerful tool commonly used to induce loss‐of‐function mutations in vitro . However, CRISPR components have been difficult to deploy in vivo . To address this problem, we developed the CASAAV (CRISPR/Cas9/AAV‐based somatic mutagenesis) platform, in which recombinant adeno‐associated virus (AAV) is used to deliver tandem guide RNAs and Cre recombinase to Cre‐dependent Cas9‐P2A‐GFP mice. Because Cre is under the control of a tissue‐specific promoter, this system allows temporally controlled, cell type‐selective knockout of virtually any gene to be obtained within a month using only one mouse line. Here, we focus on gene disruption in cardiomyocytes, but the system could easily be adapted to inactivate genes in other cell types transduced by AAV. © 2017 by John Wiley & Sons, Inc.

ABSTRACT Between birth and adulthood cardiomyocytes (CMs) undergo dramatic changes in size, ultrastructure, metabolism, and gene expression, in a process collectively referred to as CM maturation. The transcriptional network that coordinates CM maturation is poorly understood, creating a bottleneck for cardiac regenerative medicine. Forward genetic screens are a powerful, unbiased method to gain novel insights into transcriptional networks, yet this approach has rarely been used in vivo in mammals because of high resource demands. Here we utilized somatic mutagenesis to perform the first reported in vivo CRISPR genetic screen within a mammalian heart. We discovered and validated several novel transcriptional regulators of CM maturation. Among them were RNF20 and RNF40, which form a complex that monoubiquitinates H2B on lysine 120. Mechanistic studies indicated that this epigenetic mark controls dynamic changes in gene expression required for CM maturation. These insights into CM maturation will inform efforts in cardiac regenerative medicine. More broadly, our approach will enable unbiased forward genetics across mammalian organ systems.

Abstract Background The cardiac troponin T (Tnnt2) promoter is broadly utilized for cardiac specific gene expression, particularly via adeno-associated virus (AAV)-based gene transfer. However, these vectors drive lower-level ectopic gene expression in other tissues, most notably in the liver. Whether the AAV- Tnnt2 vectors remain tissue-specific in applications sensitive to low or transient gene expression, such as gene editing, remains unclear. Methods The tissue specificity of AAV9- Tnnt2 vectors was evaluated in mice using Cre-LoxP-based fluorescence reporters and CRISPR/Cas9-mediated somatic mutagenesis. CRISPR/Cas9-triggered AAV integration into host genome was further assessed by quantitative PCR. Results In mice treated with AAV- Tnnt2 -GFP, GFP signal was specifically observed in the heart by confocal imaging. However, when AAV- Tnnt2 -Cre was administered to mice carrying LoxP-STOP-LoxP fluorescence reporters, the reporter signals were observed in up to 50% hepatic cells. Similarly, the AAV- Tnnt2 -SaCas9 vector extensively edited the hepatic genome as measured by targeted amplicon-sequencing. Cas9-triggered AAV integration into the host genome was also validated in the liver. Inclusion of target sequences for microRNA-122, a highly expressed, liver-specific microRNA, in the AAV transgene’s 3’ untranslated region (3’ UTR) markedly reduced ectopic transgene expression, genome editing and AAV integration in the liver. Conclusions The heavily used AAV- Tnnt2 system exhibits liver leakiness that severely impairs the cardiac specificity of AAV-based genetic manipulation. This problem can be mitigated via miR122-mediated liver detargeting.

Abstract Adeno-associated virus (AAV) is a major vector for gene therapy. A technique to fine-tune the time and level of AAV expression is lacking, which greatly restricts indication choice, therapeutic efficacy and safety. To solve this problem, here we developed a drug-elicitable alternative-splicing module (DreAM) responsive to risdiplam, an FDA-approved alternative splicing modulator. Risdiplam activates DreAM-regulated AAV expression in a dose-dependent manner with an over 2000-fold inducible change depending on the inducer dosage and the organ of interests. With a temporally resolution of a couple of days, DreAM could repeatedly activate AAV expression, determined by the frequency and duration of risdiplam administration. As an example of DreAM-realized gene therapy, this technique was used to control AAV-based cardiac delivery of YAP 5SA , a potent cardiomyocyte regeneration factor. DreAM transiently activated AAV-YAP 5SA , establishing the dedifferentiation-proliferation-redifferentiation cycle in cardiomyocytes. Consequently, DreAM fulfilled the regenerative capacity of AAV-YAP 5SA in myocardial infarction while circumventing toxicity associated with prolonged AAV-YAP 5SA expression. Together, these data demonstrated a tremendous potential of DreAM to enhance the efficacy, safety and applicable scope of gene therapy.