Abstract The rapid progress of deep-sea methane hydrate exploration and exploitation calls for a thorough evaluation of its potential impact on local chemosynthetic ecosystems, particularly on endemic species. As one dominant megafauna in cold seeps, the deep-sea mussels mainly rely on methanotrophic endosymbionts for nutrition and therefore could serve as a promising model in monitoring the exploitation of methane hydrate. However, knowledge on the long-term responses of deep-sea mussels to environmental stresses induced by methane hydrate exploitation, especially to methane reduction and deprivation, is still lacking. Here, we set up a laboratory system and cultivated methanotrophic deep-sea mussel Gigantidas platifrons without methane supply to survey the phenotypic changes after methane deprivation. While the mussels managed to survive for more than 10 months after the methane deprivation, drastic changes in the metabolism, function, and development of gill tissue, and in the association with methanotrophic symbionts were observed. In detail, the mussel digested all methanotrophic endosymbionts shortly after methane deprivation for nutrition and remodeled the global metabolism of gill to conserve energy. As the methane deprivation continued, the mussel replaced its bacteriocytes with ciliated cells to support filter-feeding, which is an atavistic trait in non-symbiotic mussels. During the long-term methane deprivation assay, the mussel also retained the generation of new cells to support the phenotypic changes of gill and even promoted the activity after being transplanted back to deep-sea, showing the potential resilience after long-term methane deprivation. Evidences further highlighted the participation of symbiont sterol metabolism in regulating these processes, which might be one direct cue for the mussels to respond to methane deprivation. These results collectively show the phenotypic plasticity of deep-sea mussels and their dynamic responses to methane deprivation, providing essential information in assessing the long-term influence of methane hydrate exploitation.

The authors have withdrawn their manuscript because the authors need to re-organize the data and writing, meanwhile more experimental evidence from more RNA-seq replications, immunofluorescence assay and in vivo knock-down assays will be added to support the viewpoints. In this preprint, only one individual of decolonized mussel was employed for transcriptome sequencing while combined data from single cell transcriptomics with in situ hybridization is not enough convincing to draw some of the conclusion. Therefore, the authors do not wish this work to be cited as reference for the project. If you have any questions, please contact the corresponding author.

Symbiosis drives the adaptation and evolution in multicellular organisms. Modeling the function and development of symbiotic cells/organs in holobionts is yet challenging. Here, we surveyed the molecular function and developmental trajectory of bacteriocyte lineage in non-model deep-sea mussels by constructing a high-resolution single-cell expression atlas of gill tissue. We show that mussel bacteriocytes optimized immune genes to facilitate recognition, engulfment, and elimination of endosymbionts, and interacted with them intimately in sterol, carbohydrate, and ammonia metabolism. Additionally, the bacteriocytes could arise from three different stem cells as well as bacteriocytes themselves. In particular, we showed that the molecular functions and developmental process of bacteriocytes were guided by the same set of regulatory networks and dynamically altered regarding to symbiont abundance via sterol-related signaling. The coordination in the functions and development of bacteriocytes and between the host and symbionts underlies the interdependency of symbiosis, and drives the deep-sea adaptation of mussels.

Abstract Protein arginine methyltransferase 3 (PRMT3) plays an important role in gene regulation and a variety of cellular functions, thus, being a long sought‐after therapeutic target for human cancers. Although a few PRMT3 inhibitors are developed to prevent the catalytic activity of PRMT3, there is little success in removing the cellular levels of PRMT3‐deposited ω‐N G ,N G ‐asymmetric dimethylarginine (ADMA) with small molecules. Moreover, the non‐enzymatic functions of PRMT3 remain required to be clarified. Here, the development of a first‐in‐class MDM2‐based PRMT3‐targeted Proteolysis Targeting Chimeras (PROTACs) 11 that selectively reduced both PRMT3 protein and ADMA is reported. Importantly, 11 inhibited acute leukemia cell growth and is more effective than PRMT3 inhibitor SGC707 . Mechanism study shows that 11 induced global gene expression changes, including the activation of intrinsic apoptosis and endoplasmic reticulum stress signaling pathways, and the downregulation of E2F, MYC, oxidative phosphorylation pathways. Significantly, the combination of 11 and glycolysis inhibitor 2‐DG has a notable synergistic antiproliferative effect by further reducing ATP production and inducing intrinsic apoptosis, thus further highlighting the potential therapeutic value of targeted PRMT3 degradation. These data clearly demonstrated that degrader 11 is a powerful chemical tool for investigating PRMT3 protein functions.