Recent advances in statistical mechanical theory can be used to solve a fundamental problem in experimental thermodynamics. In 1997, Jarzynski proved an equality relating the irreversible work to the equilibrium free energy difference, Δ G . This remarkable theoretical result states that it is possible to obtain equilibrium thermodynamic parameters from processes carried out arbitrarily far from equilibrium. We test Jarzynski's equality by mechanically stretching a single molecule of RNA reversibly and irreversibly between two conformations. Application of this equality to the irreversible work trajectories recovers the Δ G profile of the stretching process to within k B T /2 (half the thermal energy) of its best independent estimate, the mean work of reversible stretching. The implementation and test of Jarzynski's equality provides the first example of its use as a bridge between the statistical mechanics of equilibrium and nonequilibrium systems. This work also extends the thermodynamic analysis of single molecule manipulation data beyond the context of equilibrium experiments.

Helicases are a ubiquitous class of enzymes involved in nearly all aspects of DNA and RNA metabolism. Despite recent progress in understanding their mechanism of action, limited resolution has left inaccessible the detailed mechanisms by which these enzymes couple the rearrangement of nucleic acid structures to the binding and hydrolysis of ATP1,2. Observing individual mechanistic cycles of these motor proteins is central to understanding their cellular functions. Here we follow in real time, at a resolution of two base pairs and 20 ms, the RNA translocation and unwinding cycles of a hepatitis C virus helicase (NS3) monomer. NS3 is a representative superfamily-2 helicase essential for viral replication3, and therefore a potentially important drug target4. We show that the cyclic movement of NS3 is coordinated by ATP in discrete steps of 11 ± 3 base pairs, and that actual unwinding occurs in rapid smaller substeps of 3.6 ± 1.3 base pairs, also triggered by ATP binding, indicating that NS3 might move like an inchworm5,6. This ATP-coupling mechanism is likely to be applicable to other non-hexameric helicases involved in many essential cellular functions. The assay developed here should be useful in investigating a broad range of nucleic acid translocation motors.

Abstract Primary tissue organoids and cell spheroids recapitulate tissue physiology with remarkable fidelity. We investigated how engagement with a three dimensional laminin-rich extracellular matrix supports the polarized, stress resilient spheroid phenotype of mammary epithelial cells. Cells within a three dimensional laminin-rich extracellular matrix decreased and redistributed the actin crosslinker filamin to reduce their cortical actin tension. Cells with low cortical actin tension had increased plasma membrane protrusions that promoted negative plasma membrane curvature and fostered protein associations with the plasma membrane, consistent with efficient protein secretion. By contrast, cells engaging a laminin-rich extracellular matrix in two dimensions had high filamin-dependent cortical actin tension, exhibited compromised endoplasmic reticulum function including increased expression of PKR-like Endoplasmic Reticulum Kinase signaling effectors, and had compromised protein secretion. Cells with low filamin-mediated cortical actin tension and reduced endoplasmic reticulum stress response signaling secreted, and assembled, a polarized endogenous basement membrane and survived better, and their spheroids were more resistant to exogenous stress. The findings implicate filamin-dependent cortical actin tension in endoplasmic reticulum function and highlight a role for mechanics in organoid homeostasis.

ABSTRACT The kinetochore links chromosomes to spindle microtubules to drive chromosome segregation at cell division. While we know nearly all mammalian kinetochore proteins, how these give rise to the strong yet dynamic microtubule attachments required for function remains poorly understood. Here, we focus on the Astrin-SKAP complex, which localizes to bioriented kinetochores and is essential for chromosome segregation, but whose mechanical role is unclear. Live imaging reveals that SKAP depletion dampens movement and decreases coordination of metaphase sister kinetochores, and increases tension between them. Using laser ablation to isolate kinetochores bound to polymerizing vs depolymerizing microtubules, we show that without SKAP kinetochores move slower on both polymerizing and depolymerizing microtubules, and that more force is needed to rescue microtubules to polymerize. Thus, in contrast to previously described kinetochore proteins that increase grip on microtubules under force, Astrin-SKAP reduces grip, increasing attachment dynamics and force responsiveness and reducing friction. Together, our findings suggest a model where the Astrin-SKAP complex effectively “lubricates” correct, bioriented attachments to help preserve them.

Abstract Eukaryotic cells typically form a single, round nucleus after mitosis, and failures to do so can compromise genomic integrity. How mammalian cells form such a nucleus remains incompletely understood. NuMA is a spindle protein whose disruption results in nuclear fragmentation. What role NuMA plays in nuclear integrity, or whether its perceived role stems from its spindle function, is unclear. Here, we use live imaging to demonstrate that NuMA plays a spindle-independent role in forming a single, round nucleus. NuMA keeps the decondensing chromosome mass compact at mitotic exit, and promotes a mechanically robust nucleus. NuMA’s C-terminus binds DNA in vitro and chromosomes in interphase, while its coiled-coil acts as a regulatory and structural hub: it prevents NuMA from binding chromosomes at mitosis, regulates its nuclear mobility and is essential for nuclear formation. Thus, NuMA plays a long-range structural role in building and maintaining an intact nucleus, as it does for the spindle, playing a protective role over the cell cycle.

Summary At each cell division, the spindle self-organizes from microtubules and motors. How the spindle’s diverse motors, often acting redundantly or in opposition, collectively give rise to its emergent architecture, mechanics, and function is unknown. In human spindles, the motors dynein and Eg5 generate contractile and extensile stress, respectively. Inhibiting dynein or its targeting factor NuMA leads to unfocused, turbulent spindles and inhibiting Eg5 leads to monopoles, yet bipolar spindles form when both are inhibited together. What, then, are the roles of these opposing motors? Here we generate NuMA/dynein- and Eg5-doubly inhibited spindles that not only attain a typical metaphase shape and size, but also undergo anaphase. However, these spindles have reduced microtubule dynamics and are mechanically fragile, fracturing under force. Further, they exhibit lagging chromosomes and dramatic left-handed twist at anaphase. Thus, while these opposing motor activities are not required for the spindle’s shape, they are essential to its mechanical and functional robustness. Together, this work suggests a design principle whereby opposing active stresses provide robustness to force-generating cellular structures.

Active forces generated at kinetochores move chromosomes, and the dynamic spindle must robustly anchor kinetochore-fibers (k-fibers) to bear this load. We know that the mammalian spindle body can bear the load of chromosome movement far from poles, but do not know where and how - physically and molecularly - this load is distributed across the spindle. In part, this is because perturbing and reading out spindle mechanics in live cells is difficult. Yet, answering this question is key to understanding how the spindle generates and responds to force, and performs its diverse mechanical functions. Here, we map load-bearing across the mammalian spindle in space-time, and dissect local anchorage mechanics and mechanism. To do so, we laser ablate single k-fibers at different spindle locations, and in different molecular backgrounds, and quantify at high time resolution the immediate relaxation of chromosomes, k-fibers, and microtubule speckles. We find that load redistribution is locally confined in all directions: along the first 3-4 μm from kinetochores, scaling with k-fiber length, and laterally within ~2 μm of k-fiber sides, without neighboring k-fibers sharing load. A phenomenological model constrains the mechanistic underpinnings of these data: it suggests that dense, transient crosslinks to the spindle along k-fibers bear the load of chromosome movement, but that these connections do not limit the timescale of spindle reorganization. The microtubule crosslinker NuMA is needed for the local load-bearing observed, while Eg5 and PRC1 are not, suggesting specialization in mechanical function and a novel function for NuMA throughout the spindle body. Together, the data and model suggest that widespread NuMA-mediated crosslinks locally bear load, providing mechanical isolation and redundancy while allowing spindle fluidity. These features are well-suited to support robust chromosome segregation.

The mitotic spindle is the bipolar, microtubule-based structure that segregates chromosomes at each cell division. Aberrant spindles are frequently observed in cancer cells, but how oncogenic transformation affects spindle mechanics and function, particularly in the mechanical context of solid tumors, remains poorly understood. Here, we constitutively overexpress the oncogene cyclin D1 in human MCF10A cells to probe its effects on spindle architecture and response to compressive force. We find that cyclin D1 overexpression increases the incidence of spindles with extra poles, centrioles, and chromosomes. However, it also protects spindle poles from fracturing under compressive force, a deleterious outcome linked to multipolar cell divisions. Our findings suggest that cyclin D1 overexpression may adapt cells to increased compressive stress, contributing to its prevalence in cancers such as breast cancer by allowing continued proliferation in mechanically challenging environments.

At each cell division, nanometer-scale motors and microtubules give rise to the micron-scale spindle. Many mitotic motors step helically around microtubules in vitro, and most are predicted to twist the spindle in a left-handed direction. However, the human spindle exhibits only slight global twist, raising the question of how these molecular torques are balanced. Here, using lattice light sheet microscopy, we find that anaphase spindles in the epithelial cell line MCF10A have a high baseline twist, and we identify factors that both increase and decrease this twist. The midzone motors KIF4A and MKLP1 are redundantly required for left-handed twist at anaphase, and we show that KIF4A generates left-handed torque in vitro. The actin cytoskeleton also contributes to left-handed twist, but dynein and its cortical recruitment factor LGN counteract it. Together, our work demonstrates that force generators regulate twist in opposite directions from both within and outside the spindle, preventing strong spindle twist during chromosome segregation.

The kinetochore links chromosomes to spindle microtubules to drive chromosome segregation at cell division. We recently uncovered that the kinetochore complex Astrin-SKAP, which binds microtubules, reduces rather than increases friction at the mammalian kinetochore-microtubule interface. How it does so is not known. Astrin-SKAP could affect how other kinetochore complexes bind microtubules, reducing their friction along microtubules, or it could itself bind microtubules with similar affinity but lower friction than other attachment factors. Using SKAP mutants unable to bind microtubules, live imaging and laser ablation, we show that SKAP's microtubule binding is essential for sister kinetochore coordination, force dissipation at the interface and attachment responsiveness to force changes. Further, we show that SKAP's microtubule binding is essential to prevent chromosome detachment under both spindle forces and microneedle-generated forces. Together, our findings indicate that SKAP's microtubule binding reduces kinetochore friction and increases attachment responsiveness and stability under force. We propose that having complexes with both high and low sliding friction on microtubules, making a mechanically heterogeneous interface, is key to maintaining robust attachments under force and thus accurate segregation.