Chemotherapeutic drugs such as paclitaxel and vinblastine interact with the microtubules, and thus induce complex cell states of mitosis arrest at the G2/M phase followed by apoptosis dependent on drug exposure time and concentration. Microfluidic impedance cytometry (MIC) as a label-free and high-throughput technology for single-cell analysis, has been applied for viability assay of cancer cells post drug exposure at fixed time and dosage, yet verification of this technique for varied tumor cell states after anticancer drug treatment remains vacant. Here we present a novel MIC device and for the first time perform impedance cytometry on carcinoma cells exhibiting progressive states of G2/M arrest followed by apoptosis related to drug concentration and exposure time, after treatments by paclitaxel and vinblastine, respectively. Our results from impedance cytometry reveal increased amplitude and negative phase shift at low frequency, as well as higher opacity for the Hela cells under G2/M mitotic arrest compared to the untreated cells. The cells under apoptosis, on the other hand, exhibit opposite changes in these electrical parameters. Therefore, the impedance features differentiate the Hela cells under progressive states post anticancer drug treatment. We also demonstrate that vinblastine poses a more potent drug effect than paclitaxel especially at low concentrations. Our device is fabricated with a unique sacrificial layer-free soft lithography process as compared to the existing MIC device, which gives rise to readily aligned parallel microelectrodes made of silver-PDMS embedded in PDMS channel sidewalls with one molding step. Our results uncover the potential of the MIC device, with a fairly simple and low-cost fabrication process, for cellular state screening in anticancer drug therapy.

ABSTRACT As a noteworthy biocontrol fungus, Clonostachys chloroleuca currently lacks a high-quality reference genome. Here, we present the first high-quality genome assembly of C. chloroleuca strain Cc878 achieved through Oxford Nanopore Long-Read sequencing. The nuclear genome of Cc878 was assembled into four contigs, totaling 59.38 Mb.

Abstract Although genome-wide A-to-I editing mediated by adenosine-deaminase-acting-on-tRNA (ADAT) occurs during sexual reproduction in the presence of stage-specific cofactors, RNA editing is not known to occur during vegetative growth in filamentous fungi. Here we identified 33 A-to-I RNA editing events in vegetative hyphae of Fusarium graminearum and functionally characterized one conserved hyphal-editing site. Similar to ADAT-mediated editing during sexual reproduction, majority of hyphal-editing sites are in coding sequences and nonsynonymous, and have strong preference for U at -1 position and hairpin loops. Editing at TA 437 G, one of the hyphal-specific editing sites, is a premature stop codon correction (PSC) event that enables CHE1 gene to encode a full-length zinc fingertranscription factor. Manual annotations showed that this PSC site is conserved in CHE1 orthologs from closely-related Fusarium species. Whereas the che1 deletion and CHE1 TAA (G 438 to A) mutants had no detectable phenotype, the CHE1 TGG (A 437 to G) mutant was defective in hyphal growth, conidiation, sexual reproduction, and plant infection. However, the CHE1 TGG mutant was increased in tolerance against oxidative stress and editing of TA 437 G in CHE1 was stimulated by H 2 O 2 treatment in F. graminearum . These results indicate that fixation of the premature stop codon in CHE1 has a fitness cost on normal hyphal growth and reproduction but provides a benefit to tolerance against oxidative stress. Taken together, A-to-I editing events, although rare (not genome-wide), occur during vegetative growth and editing in CHE1 plays a role in response to oxidative stress in F. graminearum and likely in other fungal pathogens.

A-to-I mRNA editing occurs during fungal sexual reproduction with an unknown mechanism. Here, we demonstrated that the eukaryotic tRNA-specific heterodimeric deaminase FgTad2-FgTad3, not typically associated with mRNA editing, is responsible for A-to-I mRNA editing in Fusarium graminearum. This editing capacity relies on the interaction between FgTad3 and a sexual stage-specific protein called Ame1. The interaction emerged in Sordariomycetes. Key residues involved in the interaction have been identified. Expression and activity of FgTad2-FgTad3 are regulated through alternative promoters, alternative translation initiation, and post-translational modifications. FgTad2-FgTad3-Ame1 efficiently edits target mRNAs in yeasts, bacteria, and human cells, with significant implications for developing base editors in therapy and agriculture. This study reveals mechanisms, regulation, and evolution of RNA editing in fungi, emphasizing protein-protein interactions in controlling enzyme function.