The mechanisms that determine how folding attempts are interrupted to target folding-incompetent proteins for endoplasmic reticulum–associated degradation (ERAD) are poorly defined. Here the α-mannosidase I–like protein EDEM was shown to extract misfolded glycoproteins, but not glycoproteins undergoing productive folding, from the calnexin cycle. EDEM overexpression resulted in faster release of folding-incompetent proteins from the calnexin cycle and earlier onset of degradation, whereas EDEM down-regulation prolonged folding attempts and delayed ERAD. Up-regulation of EDEM during ER stress may promote cell recovery by clearing the calnexin cycle and by accelerating ERAD of terminally misfolded polypeptides.

The endoplasmic reticulum (ER) is a site of protein biogenesis in eukaryotic cells. Perturbing ER homeostasis activates stress programs collectively called the unfolded protein response (UPR). The UPR enhances production of ER-resident chaperones and enzymes to reduce the burden of misfolded proteins. On resolution of ER stress, ill-defined, selective autophagic programs remove excess ER components. Here we identify Sec62, a constituent of the translocon complex regulating protein import in the mammalian ER, as an ER-resident autophagy receptor. Sec62 intervenes during recovery from ER stress to selectively deliver ER components to the autolysosomal system for clearance in a series of events that we name recovER-phagy. Sec62 contains a conserved LC3-interacting region in the C-terminal cytosolic domain that is required for its function in recovER-phagy, but is dispensable for its function in the protein translocation machinery. Our results identify Sec62 as a critical molecular component in maintenance and recovery of ER homeostasis. Fumagalli et al. show that Sec62 delivers ER components to the autolysosome for clearance by acting as a receptor for autophagy protein LC3-II. This identifies Sec62 as a critical factor for selective ER turnover.

The endoplasmic reticulum (ER) is a dynamic organelle of nucleated cells that produces proteins, lipids and oligosaccharides. The volume and the activities of the ER are adapted to cellular needs. They are increased upon induction of unfolded protein responses (UPR 1 ) and are reduced upon activation of ER-phagy programs 2 . A specialized domain of the ER, the nuclear envelope (NE), protects the cell genome with two juxtaposed lipid bilayers, the inner and outer nuclear membranes (INM and ONM). SUN proteins in the INM form disulfide-bonded Linker of Nucleoskeleton and Cytoskeleton (LINC) complexes with NESPRIN proteins in the ONM. These complexes set and maintain the width of the periplasmic space (PS), a continuum of the ER lumen, below the 50 nm 3-5 and in yeast prevent transmission of ER volume variations to the PS 6,7 . Here we report that expansion of the mammalian ER upon homeostatic perturbations is transmitted to the NE, where the ONM forms large bulges. The process is reverted on recovery of ER homeostasis, by asymmetric vesiculation and autophagic clearance of ONM portions. Remodeling of the mammalian NE requires TMX4-driven reduction of the inter molecular disulfide bond stabilizing LINC complexes, the LC3 lipidation machinery, and the autophagy receptor SEC62, identified here as the first mammalian nucleo-phagy receptor.

About 40% of the eukaryotic cell9s proteome is synthesized and assembled in the endoplasmic reticulum (ER). Native proteins are transported to their intra- or extra-cellular site of activity. Folding-defective polypeptides are dislocated across the ER membrane into the cytoplasm, poly-ubiquitylated and degraded by 26S proteasomes (ER-associated degradation, ERAD). Large misfolded proteins like mutant forms of collagen or aggregation-prone mutant forms of alpha1 antitrypsin cannot be dislocated across the ER membrane for ERAD. Rather, they are segregated in ER subdomains that vesiculate and deliver their cargo to endolysosomal compartments for clearance by ER-to-lysosome-associated degradation (ERLAD). Here, we show the lysosomal delivery of a canonical ERAD substrate upon pharmacologic and genetic inhibition of the ERAD pathways. This highlights the surrogate intervention of ERLAD to remove defective gene products upon dysfunctional ERAD.

Membrane remodeling leading to fragmentation is crucial for autophagy programs that control capture by phagophores or endolysosomes of portions of organelles to be removed from cells. It is driven by membrane-bound autophagy receptors that display cytoplasmic intrinsically disordered modules (IDRs) engaging Atg8/LC3/GABARAP (LC3). Studies on endoplasmic reticulum (ER)-phagy receptors of the FAM134 family revealed the importance of sequential FAM134 proteins phosphorylation, ubiquitylation and clustering for execution of the ER-phagy programs. In this model, ER fragmentation is promoted/facilitated by the membrane-remodeling function of FAM134 reticulon homology domains (RHDs). However, RHDs are not conserved in ER-phagy receptors. The question that we tackle in this work is if activation of ER-phagy receptors anchored at the ER membrane with conventional membrane spanning domains, i.e., most of the ER-phagy receptors known to date, eventually trigger ER remodeling and fragmentation, and how. Here, we show that the membrane-tethering modules of ER-phagy receptors (RHDs for FAM134B, single/multi spanning transmembrane domains for TEX264 and SEC62) determine the sub-compartmental distribution of the receptors but are dispensable for ER fragmentation, regardless of their propensity to remodel the ER membrane. Rather, ER fragmentation is promoted by the ER-phagy receptors intrinsically disordered region (IDR) modules that are a conserved feature of all ER-phagy receptors exposed at the cytoplasmic face of the ER membrane. Since cytoplasmic IDRs with net negative charge are conserved in autophagy receptors at the limiting membrane of other organelles, we anticipate that conserved mechanisms of organelle fragmentation driven by cytoplasmic exposed IDRs could operate in eukaryotic cells.

The endoplasmic reticulum (ER) is the organelle of nucleated cells that produces lipids, sugars and proteins. More than 20 ER-resident members of the Protein Disulfide Isomerase (PDI) family regulate formation, isomerization and disassembly of covalent bonds in newly synthesized polypeptides. The PDI family includes few membrane-bound members. Among these, TMX1, TMX2, TMX3, TMX4 and TMX5 belong to the thioredoxin-related transmembrane (TMX) protein family. TMX5 is the least known member of the family. Here, we establish that TMX5 covalently engages via its active site cysteine residue at position 220 a subset of secretory proteins, mainly single- and multi-pass Golgi-resident polypeptides. TMX5 also interacts non-covalently, and covalently, via non-catalytic cysteine residues, with the PDI family members PDI, ERp57 and ERp44. The association of TMX5 and ERp44 requires formation of a mixed disulfide between the catalytic cysteine residue 29 of ERp44 and the non-catalytic cysteine residues 114 and/or 124 of TMX5 and controls the ER retention of TMX5. Thus, TMX5 belongs to the family of proteins including Ero1α, Ero1β, Prx4, ERAP1, SUMF1 that do not display ER retention sequences and rely on ERp44 engagement for proper inter-compartmental distribution.